益生菌与肠上皮细胞间相互作用和免疫调节机制研究进展

孟 菲，王春凤，杨桂连*

(吉林农业大学动物科学技术学院，吉林省动物微生态制剂工程研究中心，吉林 长春 130118)

摘 要：定殖于肠道的益生菌能够通过调节上皮细胞中的信号途径如NF-κB和MAPK等来上调或抑制下游途径，从而改变胃肠道的生理机能，改善胃肠道微环境，因而常被用于预防或治疗多种疾病，但其作用机制目前尚未完全阐明。本文将从益生菌调节上皮细胞炎症信号通路、刺激产生热激蛋白以及调节细胞凋亡等方面入手，对益生菌与肠道上皮细胞间相互作用机制作以简单论述。

关键词：益生菌；肠上皮细胞；信号通路；作用机制

Mechanisms of Interaction between Probiotics and Intestinal Epithelial Cells and Immune Regulation

MENG Fei，WANG Chun-feng，YANG Gui-lian*

(Jilin Provincial Engineering Research Center of Animal Probiotics, College of Animal Science and Technology,

Jilin Agricultural University, Changchun 130118，China)

Abstract：Probiotic colonization in the intestine by regulating signaling pathways such as NF-κB and MAPK to increase or inhibit downstream pathways can change the physiology of the gastrointestinal tract, improve the micro-environment of the gastrointestinal tract, and prevent and treat a variety of diseases, but its mechanism has not been fully understood. In this article, the evidence about interaction between probiotics and intestinal epithelial cells, especially the emphasis on its regulation of inflammatory signal pathways, stimulation of heat shock proteins, as well as the regulation of cell apoptosis, have been reviewed, which will provide new theoretical basis for the diagnosis and treatment of intestinal diseases.

Key words：probiotics；intestinal epithelial cell；signal pathway；mechanism

中图分类号：TS201 文献标志码：A 文章编号：1002-6630(2013)21-0394-05

doi:10.7506/spkx1002-6630-201321077

根据目前国际粮农组织和世界卫生组织定义，把摄入的对宿主有益的活的微生物，统称为“益生菌”。益生菌因对人体有益，在乳制品和功能性食品工业中得到了广泛的应用[1]。定殖于肠道的益生菌主要有乳杆菌类、双歧杆菌类、革兰氏阳性球菌等乳酸菌，它们可促进机体新陈代谢和营养吸收，形成生物屏障，同时亦能调节细胞因子的产生、提高分泌型免疫球蛋白A(sIgA)的分泌、刺激抗菌物质的产生等免疫调节作用[2]，从而达到预防或治疗腹泻等胃肠道疾病的目的。在多项研究中证实无论是单一的益生菌株还是益生菌组合物均能够调节肠道功能，改善疾病症状。使用微生态制剂治疗急性胃肠炎、梭菌属相关性腹泻、结肠炎、肠易激综合症和坏死性肠炎等疾病均已取得了可喜的成果[3]。另外，来自正常机体的内源性乳酸杆菌已被作为益生菌广泛应用于功能性食品、药物及疫苗刺激剂等生产中。可见，益生菌对于预防或治疗肠道疾病具有重要价值。

肠道上皮组织被认为是保护机体免受损伤的物理性屏障，而肠道上皮细胞是调节肠道免疫平衡的关键因子[4]。上皮细胞在肠道内通过直接应答以及与细菌或微生物相关分子模式(microbe-associated molecular patterns，MAMP)的结合来维持肠道内环境稳定[5]。肠道内上皮细胞通过调节特定的信号、上皮细胞膜顶部和基底部的受体及模式识别受体(pattern recognition receptor，PRR)的表达来抑制炎症[6]。同时，上皮细胞与微生物之间的相互作用也是调节上皮细胞与其他免疫细胞间相互作用的重要的调节器。有研究表明，肠道内的益生菌能够通过多种方式与宿主肠道上皮细胞相互作用[7]，其中，主要的生物信号途径：如NF-κB (nuclear factor-kappa B)、MAPK(mitogen-activated protein kinase)、PI3K(phosphoinositide 3-kinase)和PPARγ(peroxisome proliferator activated receptor-gamma)都能够靶向作用于益生菌及其产物[8]。特定的益生菌与肠上皮细胞的相互作用是益生菌发挥益生作用的重要途径。本文将从以下五方面对益生菌与肠上皮细胞的相互作用进行论述。

1 肠上皮细胞对益生菌的免疫识别

一些益生菌能与表达于免疫细胞和肠道上皮细胞表面的PRR相结合，从而引发固有免疫和适应性免疫。PRR信号途径能够影响树突状细胞等抗原递呈细胞(antigen presenting cell，APCs)的活化作用、初始T细胞的极化，调节型T细胞的调节作用等。PRR识别保守的分子结构，已知的有MAMPs和能诱导产生细胞因子、趋化因子和其他固有免疫效应分子的信号受体，这些信号受体被分为三大家族：Toll样受体(Toll-like receptor，TLR)、能识别病毒RNAs的视黄酸诱导基因-Ⅰ(retinoic acid inducible geneⅠ，RIG-Ⅰ)样受体(RIG-Ⅰ-like receptor，RLR)以及核苷酸寡聚结构域(nucleotide oligomerization domain，NOD)受体(NOD-like receptor，NLR)。NODs和TLRs在黏膜免疫系统识别益生菌的过程中起到主要作用。NOD蛋白定殖在细胞的胞质溶胶内，通过胞内吸收并识别所有革兰氏阳性和革兰氏阴性细菌的胞壁酰二肽和内消旋的二氨基庚二酸基序[9]，触发固有免疫和获得性免疫应答。TLRs通过识别微生物的固有成分，活化树突状细胞以克服调节性T细胞的抑制效应影响随后的T细胞应答，从而触发固有免疫和适应性免疫，消除病原体并形成肠内微生物群[10]。

肠上皮细胞(intestinal epithelial cells，IECs)顶端表面的TLR极化到底外侧，导致肠道对部分益生菌的反应性降低。肠道上皮中的杯状细胞和肠细胞表达一系列的PRR并对微生物提呈较敏感。通过免疫组化发现人结肠的隐窝肠细胞系主要表达TLR2和TLR4。而小鼠中TLR2、TLR4、TLR5等主要集中在滤泡上皮(follicle associated epithelial，FAE)和隐窝上皮细胞中，但TLR4的表达相对较低。通过TLR2识别革兰氏阳性菌的细胞壁成分，达到调节肠道修复和屏障功能，抵御病原微生物的入侵。肠上皮细胞通过PRR识别特定的益生菌，调节TLR表达、定位、上皮细胞顶端和底外侧TLR信号，从而调节机体免疫过程并产生益生效应。

2 益生菌对IECs中炎症信号途径的调节

NF-κB和MAPK是机体内两条主要的炎症信号途径。NF-κB途径是对各种刺激产生继发性免疫应答的主要信号通路，也是肠道益生菌与IECs之间主要的作用途径。在未刺激时，NF-κB在细胞质中处于非活化状态，并与抑制分子I-κB相结合以复合物的形式存在。蛋白激酶C(protein kinase C，PKC)可使I-κB发生磷酸化造成该复合物解离，从而解除了I-κB对NF-κB的抑制，使NF-κB能够移行至细胞核与顺式作用元件结合并激活转录效应基因[11]。在这一途径中，乳酸杆菌属和双歧杆菌属的部分益生菌能通过阻止NF-κB的活化从而影响细胞因子的分泌。例如，NF-κB结合它的抑制分子I-κB时，NF-κB不能进入到细胞核并激活转录，LGG ATCC53103通过产生活性氧(reactive oxygen species，ROS)来调节泛素介导的IκBα的分解，使NF-κB不能释放[12-13]。Ma等[14]用罗伊乳杆菌
(Lactobacillus reuteri)处理的IECs全细胞能够通过阻止NF-κB的活化从而抑制TNF诱导的IL-8的转录。Zhang等[15]研究发现活的和热灭活的Lactobacillus rhamnosus GG(LGG)能减少Caco-2细胞模型中I-κB的降解并阻止NF-κB亚群转移到细胞核，最终使TNF诱导的IL-8减少。然而，抑制I-κB的降解究竟是阻断了泛素化作用还是阻断了蛋白酶体磷酸化仍不清楚，但已知不同的益生菌株能抑制NF-κB活化途径中的蛋白酶体等成分。如Lactobacillus plantarum是一种蛋白酶体抑制剂，含有Lactobacillus plantarum的条件培养基能抑制IECs系统模型中NF-κB的活化和I-κB的降解，而植物乳杆菌并没有影响I-κB的泛素化作用，通过阻碍胰凝乳蛋白酶样的蛋白酶体的活化，从而抑制I-κB的降解[16]。除此以外益生菌的混合物VSL#3，也能够抑制胰凝乳蛋白酶体的活化，蛋白酶体阻碍了I-κB的降解而非泛素化作用[17]。然而，并不是所有的益生菌都能够抑制NF-κB活化，一些拟杆菌能够通过增强核输出Rel A来调节抗炎过程，Rel A是NF-κB转录的亚单位。有研究证实Bifidobacterium lactis BB12能够活化Rel A，促进IL-6分泌，同时还能够产生p38 MAPK，Rel A和p38的特异性抑制剂表明两条途径都会诱导产生IL-6。

除调节NF-κB途径，一些乳杆菌、链球菌以及拟杆菌的益生菌组合能够调节MAPK信号相关途径。有研究发现，用VSL#3混合菌的DNA处理IECs后，能够抑制p38磷酸化从而抑制IL-8的分泌，但是这一过程并不影响IL-8 mRNA的表达或者NF-κB的活化[18]，说明部分益生菌能够调节MAPK相关途径，且不依赖于NF-κB信号。Resta-Lenert等[19]用Streptococcus thermophilus ATCC 19258和Lactobacillus acidophilus ATCC 4356混合菌预处理IECs之后再与IFN-γ相互作用，发现益生菌混合物能够使MAPK信号级联放大反应发生改变，包括ERK1/2的持续活化和p38磷酸化的增加，最终阻碍了IFN-γ诱导的离子转运。在鼠小肠模型中，LGG ATCC53103上调了细胞保护作用，包括MAPK相关的抗细胞凋亡和增殖以及迁移相关基因的表达[20]。

目前关于益生菌的研究证明肠道中部分有益细菌能够通过多种途径改变宿主IECs中的信号途径。NF-κB途径是一个非常重要的免疫应答途径，有研究证实部分乳杆菌属、双歧杆菌属以及拟杆菌属通过调节NF-κB途径能够产生有效的抗炎效应。经过这些益生菌属刺激后，封闭I-κB的磷酸化和泛素化从而调节NF-κB的活化。多行拟杆菌及粪肠球菌等通过PPARγ途径能阻止NF-κB进入细胞核或增加细胞核输出Rel A，调节机体的炎症反应。其他的益生菌调节途径包括JNK (c-Jun N-terminal kinase)、p38和ERK1/2 (extracellular signal-regulated
kinase 1/2)等。

3 益生菌诱导肠道产生热激蛋白

热激蛋白(heat shock proteins，HSPs)，是在细菌以及哺乳动物中广泛存在的一大类热应激蛋白质。当有机体暴露于高温的时候，就会由热激发合成此种蛋白，达到保护有机体自身的目的。这些高度保守的蛋白能保护细胞免受损伤并阻止细胞死亡。在肠道中，诱导的热激蛋白主要包括诱导型的hsp25和hsp72，它们能帮助维持IECs之间的紧密连接以及促进IECs的屏障作用。例如，hsp72能阻止胞内蛋白变性，而hsp25能稳定肌动蛋白。

将IECs与Lactobacillus rhamnosus GG ATCC53103(LGG)共培养，发现LGG能够诱导hsp25和hsp72的表达。有研究表明益生菌诱导HSP的表达是受转录调节的。例如，LGG活化MAPKs 中的p38和JNK来诱导热激蛋白转录因子1的产生并增加了hsp25和hsp72的mRNA表达水平。然而这些MAPKs的选择性抑制分子促进了LGG诱导的hsp25的产生，却阻止了hsp72的产生，由此证明参与此类诱导反应的机制较为复杂[21]。乳酸菌的混合物VSL#3是由3种双歧杆菌属和一种链球菌属细菌组成的。含有VSL#3的条件培养基所培养的细胞也能诱导IECs中hsp25和hsp72的表达，VSL#3产生的可溶性因子通过诱导热激蛋白转录因子-1来调节HSP的基因表达，并且抑制肠道上皮细胞中胰凝乳蛋白酶样蛋白酶体的活化[22]。此外还发现，Bacteroides fragilis ATCC 23745能诱导IECs中hsp25和hsp72的表达，但其机制尚不明确[23]。通过特定的益生菌株诱导产生热激蛋白帮助宿主的IECs抵御损伤和应激因子，并产生抗炎效应和细胞保护效应，这可能是微生物与上皮细胞相互作用的一个新的途径。

4 益生菌与上皮细胞相互作用刺激肠道分泌sIgA

在肠腔黏膜层中，sIgA通过结合抗原抵抗致病菌的入侵从而保护肠上皮细胞。在无菌小鼠中产生的IgA是非常少的，但肠细菌的定殖使其分泌水平大大增加。复合抗原IgA也可以结合受体Fc RI(CD89)组成型表达于中性粒细胞、间质树突状细胞、单核细胞以及巨噬细胞等免疫细胞表面，启动相应的抗炎信号和抗菌活性(包括抗体依赖性细胞介导的细胞毒性，细胞吞噬功能以及生成杀菌超氧化物等)。免疫排斥不仅保护了上皮细胞免受入侵的病原体的危害，同时也是通过预防肠道菌群的过度生长来维持肠道稳态的一个重要的部分[24]。此外，sIgA在胞吞转运的过程中能通过结合并中和病毒或细菌成分保护上皮细胞免受细胞内病原体的侵害。

研究证明干酪乳杆菌可以增加总的sIgA水平，并且不产生由益生菌所诱导的特异性的sIgA。给小鼠饲喂L.casei后发现小肠固有层产生的IgA和IL-6显著增多，而对L.casei不产生特异性抗体，证明肠道免疫系统对这一有益细菌是无应答的[25]。用双歧杆菌(双叉双歧杆菌(B.biofidum)和婴儿双歧杆菌(B.infant))预处理后的小鼠对轮状病毒或肠出血性大肠杆菌的感染显著降低，给予益生菌处理的小鼠肠道黏膜的病原体特异性IgA的抗体滴度增加[26]。L.casei预处理组的幼兔与对照组相比在肠出血性大肠杆菌感染中发病率减少，这是由于增加了黏膜抗肠出血性大肠杆菌和抗志贺毒素IgA抗体水平的缘故[27]。此外，还发现瑞士乳杆菌在牛奶发酵过程中释放的肽也可以增加对sIgA的应答。用肠出血性大肠杆菌(EHEC)处理前先用该生物活性肽处理大鼠，发现肠固有层IgA、sIgA水平增加[28]。然而并非所有的益生菌产生sIgA抗体的水平都是一致的。鼠李糖乳杆菌和乳球菌的组合则没有增加大鼠体内sIgA抗体水平。给予益生元(富含菊糖、低聚果糖)或合生元的大鼠其sIgA抗体的也没有增加[29]，证明刺激的多样性能增强肠道的免疫排斥。同时，不同的益生菌株在机体肠道中有不同的免疫调节功能，包括促进耐受性树突状细胞和调节性T细胞的产生，抑制炎性细胞因子的产生，并增强自然杀伤细胞活性等[30]。

5 益生菌与细胞凋亡

特定的益生菌株能调节特定的信号途径来影响细胞因子的分泌和细胞凋亡。在IECs中NF-κB与MAPK都是调节细胞凋亡的靶点。益生菌能通过激动剂介导的细胞表面受体信号来产生抑制效应。AP-1 (activator protein-1)、STAT(signal transducer and activator of transcription)和SOCS(suppressor of cytokine signaling)为益生菌递呈额外的胞内调节靶点。这些都能解释益生菌如何发挥益生效应，以及通过益生菌产生的细胞凋亡机制。
LGGATCC53103能活化抗细胞凋亡的Akt/PKB，同时抑制由TNF-α、IL-1α或IFN-γ刺激IECs产生的凋亡前MAPK p38[31]。此后的实验证明，LGG分泌p75和p40两种蛋白，这些蛋白促进细胞增殖，并以PI3K的方式活化抗细胞凋亡的Akt，保护机体IECs免受细胞因子诱导的细胞凋亡。益生菌调节细胞凋亡的能力可能是使肠道传染最小化的一个有效途径。例如，在EPEC感染期间，细胞凋亡蛋白酶3诱导的细胞凋亡可以通过益生酵母进行保护，使宿主免受侵害[32]。

部分乳杆菌也能通过调节NF-κB信号影响肠上皮中的巨噬细胞凋亡。L. reuteri ATCC PTA6475分泌的因子能加速髓样细胞的凋亡[33]。益生菌对凋亡因子的影响还可用于治疗癌症。近期研究发现3株不同的植物乳杆菌S1、DB22和DS41，能使外周血单核细胞(PBMC)中肿瘤坏死因子(TNF)诱导的相关凋亡配体(TRATL)有所增加，这些细胞因子使体内和体外的恶性癌细胞凋亡，为癌症治疗开辟了新思路[34]。

6 结 语

益生菌常被用来调节肠道菌群平衡以预防疾病发生，临床实验表明，服用特定的益生菌制剂可降低治疗一些疾病的风险，尤其是用抗生素治疗的肠道相关疾病。如前所述，LGG能够刺激上皮细胞产生热激蛋白并调节上皮细胞凋亡，干酪乳杆菌等能够刺激肠道分泌sIgA，长双岐杆菌等能够调节NF-κB途径，由此可见，益生菌株能够特异性靶向调节NF-κB、MAPK、sIgA的分泌等途径，且不同的益生菌株能够调节不同的途径产生抗炎效应，从而保护机体免受损伤，这些信息对于鉴定具有多重效应的菌株是有帮助的，同时使用功能上非重叠的益生菌混合物调节多重信号途径，对IECs的功能产生协同效应并产生有效地抗炎作用。然而，临床治疗可以使用的具体菌株类别、剂量的标准是什么?益生菌的作用机制特别是益生菌与宿主机体微环境之间的互作机制是什么？这些问题还需要进一步的深入研究和探讨。这将鼓励我们努力解开益生菌株作用的分子机制，加深对肠道上皮细胞与微生物相互作用的认识，为保护肠道健康以及预防和治疗肠道疾病的提供新的策略。

参考文献：

[1] 王丽凤, 张和平. 益生菌、胃肠道微生物和宿主之间相互作用的研究进展[J]. 中国食品学报, 2011(11): 147-153.

[2] LEYR E, PETERSON D A, GORDON J I, et al. Ecological and evolutionary forces shaping microbial diversity in the human intestine[J]. Cell, 2006, 124: 837-848.

[3] MOAYYEDI P, FORD A, BRANDT L, et al. The efficacy of probiotics in the therapy of irritable bowel syndrome (IBS): a systematic review[J]. Gut, 2010, 59: 325-332.

[4] LEBEER S, VANDERLEYDEN J, DE K, et al. Genes and molecules of lactobacilli supporting probiotic action[J]. Microbiol Mol Biol Rev, 2008, 72(4): 728-764.

[5] MACKIE R I, SGHIR A, GASKINS H R, et al. Developmental microbial ecology of the neonatal gastrointestinal tract[J]. Am J Clin Nutr, 1999, 69(5): 1035-1045.

[6] WELLS J M, LOONEN L M, KARCZEWSKI J M, et al. The role of innate signaling in the homeostasis of tolerance and immunity in the intestine[J]. Int J Med Microbiol, 2010, 300(1): 41-48.

[7] ABREU M T. Toll-like receptor signalling in the intestinal epithelium: how bacterial recognition shapes intestinal function[J]. Nat Rev Immunol, 2010, 10(2): 131-144.

[8] LEE J, MO J H, KATAKURA K, et al. Maintenance of colonic homeostasis by distinctive apical TLR9 signalling in intestinal epithelial cells[J]. Nat Cell Biol, 2006, 8(12): 1327-1336.

[9] FRANCHI L, WARNER N, VIANI K, et al. Function of Nod-like receptors in microbial recognition and host defense[J]. Immunol Rev 2009, 227: 106-128.

[10] BARTON G M, KAGAN J C. A cell biological view of Toll-like receptor function: regulation through compartmentalization[J]. Nat Rev Immunol, 2009, 9: 535-542,.

[11] 周光炎. 免疫学原理[M]. 2版. 上海: 上海科学技术出版社, 2007: 163.

[12] KUMAR A, WU H, COLLIER-HYAMS L S, et al. Commensal bacteria modulate cullin-dependent signaling via generation of reactive oxygen species[J]. EMBO J, 2007, 26: 4457-4466.

[13] LIN P W, MYERS L E, RAY L, et al. Lactobacillus rhamnosus blocks inflammatory signaling in vivo via reactive oxygen species generation[J]. Free Radic Biol Med, 2009, 47: 1205-1211.

[14] MA D, FORSYTHE P, BIENENSTOCK J, et al. Live Lactobacillus reuteri is essential for the inhibitory effect on tumor necrosis factor alpha-induced interleukin-8 expression[J]. Infect Immun, 2004, 72: 5308-5314.

[15] ZHANG L, LI N, CAICEDO R, et al. Alive and dead Lactobacillus rhamnosus GG decrease tumor necrosis factor-alpha-induced interleukin-8 production in Caco-2 cells[J]. J Nutr, 2005, 135: 1752-1756.

[16] TIEN M T, GIRARDIN S E, REGNAULT B, et al. Anti-inflammatory effect of Lactobacillus casei on shigella-infected human intestinal epithelial cells[J]. J Immunol, 2006, 176: 1228-1237.

[17] PETROF E O, CLAUD E C, SUN J, et al. Bacteria-free solution derived from Lactobacillus plantarum inhibits multiple NF kappaB pathways and inhibits proteasome function[J]. Inflamm Bowel Dis, 2009, 15: 1537-1547.

[18] PETROF E O, KOJIMA K, ROPELESKI M J, et al. Probiotics inhibit nuclear factor-kappaB and induce heat shock proteins in colonic epithelial cells through proteasome inhibition[J]. Gastroenterology , 2004, 127: 1474-1487.

[19] REATA-LENERT S, BARRETT K E. Probiotics and commensals reverse TNF alpha- and IFN gamma induced dysfunction in human intestinal epithelial cells[J]. Gastroenterology, 2006, 130: 731-746.

[20] LIN P W, NASR T R, BERARDINELLI A J, et al. The probiotic Lactobacillus GG may augment intestinal host defense by regulating apoptosis and promoting cytoprotective responses in the developing murine gut[J]. Pediatr Res, 2008, 64: 511-516.

[21] TAO Y, DRABIK K A, WAYPA T S, et al. Soluble factors from Lactobacillus GG activate MAPKs and induce cytoprotective heat shock proteins in intestinal epithelial cells[J]. Am J Physiol Cell Physiol, 2006, 290: 1018-1030.

[22] KOJIMA K, MUSCH M W, REN H, et al. Enteric flora and lymphocyte-derived cytokines determine expression of heat shock proteins in mouse colonic epithelial cells[J]. Gastroenterology, 2003, 124: 1395-1407.

[23] NEISH A S, GEWIRTZ A T, ZENG H, et al. Prokaryotic regulation of epithelial responses by inhibition of Ikappa B-alpha ubiquitination[J]. Science, 2000, 289: 1560-1563.

[24] PETERSON D A, MCNULTY N P, GURUGE J L, et al. IgA response to symbiotic bacteria as a mediator of gut homeostasis[J]. Cell Host Microbe, 2007, 2: 328-339.

[25] GALDEANO C M, PERDIGON G. The probiotic bacterium Lactobacillus casei induces activation of the gut mucosal immune system through innate immunity[J]. Clin Vaccine Immunol, 2006, 13: 219-226.

[26] QIAO H P, DUFFY L C, GRIFFITHS E, et al. Immune responses in rhesus rotavirus-challenged Balb/c mice treated with Bi?dobacteria and prebiotic supplements[J]. Pediatr Res, 2002, 51: 750-755.

[27] OGAWA M, SHIMIZU K, NOMOTO K, et al. Protective effect of Lactobacillus casei strain Shirota on Shiga toxin-producing Escherichia coli O157:H7 infection in infant rabbits[J]. Infect Immun, 2001, 69: 1101-1108.

[28] LEBLANC J, FLISS I, MATAR C, et al. Induction of a humoral immune response following an Escherichia coli O157:H7 infection with an immunomodulatory peptidic fraction derived from Lactobacillus helveticus-fermented milk[J]. Clin Diagn Lab Immunol , 2004, 11: 1171-1181.

[29] ROLLER M, RECHKEMMER G, WATZL B, et al. Prebiotic inulin enriched with oligofructose in combination with the probiotics Lactobacillus rhamnosus and Bi?dobacterium lactis modulates intestinal immune functions in rats[J]. J Nutr, 2004, 134: 153-156.

[30] NG S C, HART A L, KAMM M A, et al. Mechanisms of action of probiotics: recent advances[J]. In?amm Bowel Dis, 2009, 15: 300-310.

[31] YAN F, CAO H, COVER T L, et al. Soluble proteins produced by probiotic bacteria regulate intestinal epithelial cell survival and growth [J]. Gastroenterology, 2007, 132: 562-575.

[32] FITZPATRICK L R, SMALL J, HOERR R A, et al. in vitro and in vivo effects of the probiotic Escherichia coli strain M-17: immunomodulation and attenuation of murine colitis[J]. Br J Nutr, 2008, 100: 530-541.

[33] IYER C, KOSTERS A, SESHI G, et al. Probiotic Lactobacillus reuteri promotes TNF-induced apoptosis in human myeloid leukemia-derived cells by modulation of NF kappaB and MAPK signaling[J]. Cell Microbiol, 2008, 10: 1442-1452.

[34] HORINAKA M, YOSHIDA T, KISHI A, et al. Lactobacillus strains induce TRAIL production and facilitate natural killer activity against cancer cells[J]. FEBS Lett, 2010, 584: 577-582.