海带酶解液的戊糖片球菌发酵及其产物的
抗氧化性、抑菌性

张丽姣1,2，曾 艳1，张 换2，张 颖1，门 燕1，孙媛霞1,*

（1.中国科学院天津工业生物技术研究所，天津 300308；2.天津科技大学生物工程学院，天津 300457）

摘 要：为探讨海带及其发酵产物作为功能食品的可能性，用纤维素酶水解海带后，使用戊糖片球菌对酶解液进行发酵，并针对发酵过程中的pH值、总糖、还原糖、菌落数变化进行检测。利用ABTS＋•清除与铁还原能力实验测定海带酶解物及其发酵产物的抗氧化性；同时借助微量热方法，利用大肠杆菌、金黄色葡萄球菌、沙门氏菌对比评价两者的抑菌性。结果表明：37 ℃静置培养下戊糖片球菌对海带酶解液的发酵在12 h基本结束，而发酵后海带酶解产物的抗氧化能力与抑菌能力分别提高了23.74%和100%。

关键词：海带；纤维素酶水解液；戊糖片球菌；发酵；抗氧化性；抑菌性

Antioxidant and Antibacterial Activities of Enzymatic Hydrolysate of Laminaria japonica Aresch and Its Fermented Products by Pediococcus pentosaceus

ZHANG Li-jiao1,2, ZENG Yan1, ZHANG Huan2, ZHANG Ying1, MEN Yan1, SUN Yuan-xia1,*

(1. Tianjin Institute of Industrial Biotechnology, Chinese Academy of Sciences, Tianjin 300308, China;

2. College of Biotechnology, Tianjin University of Science and Technology, Tianjin 300457, China)

Abstract: The present study was designed to explore the possible application of Laminaria japonica Aresch in functional foods. Laminaria was hydrolyzed with cellulase and then the hydrolysate was fermented with Pediococcus pentosaceus. The changes in pH, total sugar, reducing sugar and total bacterial count during the fermentation process were monitored. The antioxidant activity of the hydrolysate and its fermented products was evaluated by ABTS radical scavenging capacity and ferric ion reducing power. Furthermore, their antibacterial activity was determined by microcalorimetry against E. coli, Staphylococcus aureus and Salmonella. The results showed that when incubated at 37 ℃, the fermentation of the enzymatic hydrosate by Pediococcus pentosaceus could be completed in 12 h. Compared to this hydrolysate, the antioxidant and antibacterial activity of the fermented products were increased by 23.74% and 100%, respectively.

Key words: Laminaria japonica Aresch; cellulase hydrolysate; Pediococcus pentosaceus; fermentation; antioxidant activity; antibacterial activity

中图分类号：TS254.4 文献标志码：A 文章编号：1002-6630（2014）21-0164-06

doi:10.7506/spkx1002-6630-201421032

海带（Laminaria japonica Aresch），别名昆布、江白菜，是一种多年生大型食用褐藻，具有较高的营养价值和较强的保健作用。目前，我国海带产量约占全球的50%，居世界首位[1]。然而，我国的海带加工利用却仍处于初级阶段，产品主要是淡干海带、盐渍海带和即食调味海带[2]。随着海带药理以及有效成分研究的不断深入，以海带或海带提取物为原料，开发功能性高附加值保健食品及药物，已成为食品营养学者和药学工作者的研究热点。

乳酸菌是一类对人体有益的菌群，其在发酵过程中能生成大量的有机酸、醇类及各种氨基酸代谢物，产生抗腐败菌、提高消化率、防癌等生理功效[3-4]。国内研究者已将乳酸菌应用于海带发酵，研制海带加工新型产品：如付容霞等[5]利用保加利亚乳杆菌与嗜热链球菌混合菌种对海带与脱脂乳粉进行发酵，制备发酵型海带、黑芝麻酸奶冻；肖欣欣等[6]利用植物乳杆菌、肠膜明串珠菌和短乳杆菌3 株乳酸菌制备混合乳酸菌发酵剂，用于发酵海带，生产具有泡菜风味且保留海带鲜味的发酵制品。但这些报道存在一定的局限性：首先由于海带细胞壁的结构特性，如果直接对海带进行发酵，其有效成分如褐藻多糖难以溶出，不能被菌种有效地吸收利用；其次，国内这些报道主要关注于海带产品口感，对发酵产品的生理功能探讨甚少。而近两年国际上已有使用乳酸菌发酵海藻生产功能食品的报道出现[7-8]。

目前对海带有效成分提取的方法主要有热水浸提[9-10]、有机溶剂抽提[11]与生物酶解[12-13]3 种。其中，热水浸提耗时长、温度高、容易造成有效成分的水解和活性降低。有机溶剂则易燃、有毒、价贵，穿透力差。与这两者相比，生物酶解具有条件温和、能有效保护产物活性，并且低能环保、易于实现工业化的优点。已有研究表明纤维素酶能有效破坏海带细胞骨架结构，将纤维素降解为单糖，促进细胞内活性成分溶出[14]。

在此基础上，本实验利用纤维素酶水解海带充分释放其有效成分后，采用戊糖片球菌对海带酶解物进行发酵，并在发酵结束后对海带酶解物以及其发酵产物的抗氧化性与抑菌性进行了对比评价，以期为利用生物酶解与生物发酵方法研发海藻功能性食品提供借鉴经验与指导。

1 材料与方法

1.1 材料、菌种、培养基与试剂

海带由山东荣成寻山集团有限公司提供。

戊糖片球菌（Pediococcus pentosaceus）由本实验室筛选；大肠杆菌（E. coli）、金黄色葡萄球菌（Staphylococcus aureus）、沙门氏菌（Salmonella）均由中国科学院天津工业生物技术研究所保藏。

MRS培养基：蛋白胨10 g、牛肉浸膏10 g、酵母粉5 g、乙酸钠5 g、柠檬酸三铵2 g、磷酸氢二铵2 g、MgSO4•7H2O 0.58 g、MnSO4•H2O 0.25 g、吐温-80 1 mL、去离子水1 000 mL；待培养基完全溶解，调pH值至6.2～6.6，121 ℃湿热灭菌20 min。葡萄糖终质量浓度为2 g/100 mL，为防止葡萄糖高温灭菌时发生炭化，配制培养基时，单独将其配制成20 g/100 mL的糖溶液，115 ℃湿热灭菌20 min。最后将两者混合即为本实验所用的MRS培养基。

纤维素酶Cellulase ACCF-4740 日本明治制果药业株式会社；2,2’-联氮双（3-乙基苯并噻唑啉-6-磺酸）二铵盐（2,2’-azinobis（3-ehtylbenzothiazolin-6-sulfnicacid）diammonium salt，ABTS）、Trolox、铁氰化钾、过硫酸钾 美国Sigma-Aldrich公司；三氯乙酸、三氯化铁 美国Alfa Aesar公司；其他试剂均为国产分析纯。

1.2 仪器与设备

高速万能粉碎机 天津市泰斯特仪器有限公司；
80目筛 浙江上虞市五星冲压筛具厂；HZS-H水浴振
荡器 哈尔滨市东联电子技术开发有限公司；UV-1800紫外分光光度计 日本岛津公司；FE20实验室pH计 梅特勒-托利多仪器（上海）有限公司；D-37520离心机 美国Thermo公司；IKA RV10旋转蒸发仪、IKA HB10数显/控制加热锅 广州仪科实验室技术有限公司；SHZ-D（Ⅱ）循环水式真空泵 河南省予华仪器有限公司；FD-1-50真空冷冻干燥机 北京博医康实验仪器有限公司；TAM Ⅲ热活性微量热仪 美国TA仪器；手动固相微萃取进样器、50/30 μm DVB/CAR/PDMS萃取纤维 美国Supelco公司；Agilent 6890N-5975B气相色谱-质谱联用仪、HP-5MS弹性毛细管柱 美国安捷伦公司。

1.3 方法

1.3.1 海带酶解液及酶解物的制备

参考张换等[14]的方法稍作调整进行。设定条件为料液比1∶40（m/V）、纤维素酶Cellulase ACCF-4740添加量1%、温度45 ℃、pH 4.0、反应时间2 h。纤维素酶水解结束后，沸水浴灭酶15 min，12 000 r/min离心，收集上清液得到海带纤维素酶水解液，将其冷冻干燥，得到海带酶解物，于－20 ℃条件下保存备用。

1.3.2 戊糖片球菌发酵海带酶解液实验

海带酶解液灭酶活后，调节pH值至6.2～6.6，高压蒸汽灭菌（121℃，20 min），然后接种体积分数1%的MRS培养基活化的戊糖片球菌液到海带酶解液，37 ℃恒温培养箱静置，进行发酵。发酵结束后，高压蒸汽灭菌，12 000 r/min离心，收集上清液冷冻干燥，得到海带发酵产物，于－20 ℃条件下保存备用。

1.3.3 海带酶解液的戊糖片球菌发酵过程中的体系参数监控

pH值测定：每隔3 h于超净台中取样3 mL发酵液，用pH计测定pH值。

菌落总数测定：每隔3 h于超净台对发酵液进行取样，用无菌水分别稀释至不同梯度10－4、10－5、10－6、10－7、10－8，取100 μL，用涂布器均匀涂布到改良MRS固体平板培养基（每个稀释梯度做3 个平行），置于37 ℃恒温培养箱中培养12 h。数菌落数，平板菌落数范围以20～100 CFU为宜，乘以稀释倍数即得到每个发酵时间点的菌落总数（CFU/mL），以菌落总数对数值表示菌的生长量。

总糖及还原糖含量测定：每隔3 h于超净台取样，发酵液离心（14 000 r/min，10 min）除菌，取样品上清液，分别采用苯酚-硫酸法[14]和DNS法测[15]定发酵液中总糖和还原糖含量。

1.3.4 抗氧化性测试

1.3.4.1 ABTS＋•清除能力的测定

采用张晓溪等[16]的方法。将ABTS（7 mmol/L，5 mL）和过硫酸钾溶液（140 mmol/L，88 μL）混合，室温避光反应12～16 h，制备ABTS＋•储备液。用磷酸盐缓冲液（10 mmol/L，pH 7.4）将储备液稀释至其在734 nm波长处吸光度为0.70±0.02备用。分别称取一定量海带酶解物和发酵产物干粉，配制成不同质量浓度的样品溶液，取100 μL样品溶液，加3 mL ABTS＋•溶液，于暗处反应6 min，记录其在734 nm波长处的吸光度A样。以100 μL纯水代替样品，相同操作，记为A空白。按
公式（1）计算ABTS＋•清除率。

（1）

同时使用不同浓度的Trolox代替样品，绘制标准曲线，计算海带酶解物和发酵产物总抗氧化能力（trolox equivalent antioxidant capacity，TEAC）。

1.3.4.2 铁氰化钾还原能力的测定

采用黄海兰等[17]的方法。分别称取一定量海带酶解物和发酵产物干粉，配制成不同质量浓度的样品溶液，移取1 mL待测样品于15 mL离心管中，加入1 mL磷酸盐缓冲液（0.2 mmol/L，pH 6.6），再加入1 mL质量分数1%的铁氰化钾溶液，将离心管置于50 ℃水浴20 min后，取出，加入1 mL质量分数10%的三氯乙酸溶液，
750 r/min离心10 min，取1 mL离心上清液，加入1 mL纯水与200 μL质量分数为0.1%的三氯化铁溶液，振荡均匀。以纯水为参比，记录其在700 nm波长处的吸光度A700 nm。

1.3.5 海带抑菌性研究

于超净台中活化各实验菌种，将对数期菌种用LB培养基稀释104 倍。同时称取一定量海带酶解物和发酵产物干粉，配制成200 mg/mL的溶液（于超净台过无菌膜），分别移取40、80、120、160、200 μL至安瓿瓶中，无菌水补足至200 μL后，加入3.2 mL稀释菌悬液，待测样品最终浓度分别为0.00、2.35、4.71、7.06、9.41、11.76 mg/mL。加盖密封，将安瓿瓶迅速放入37 ℃的微量热仪中，跟踪记录菌种在待测样品不同浓度下的热功率（P）-时间（t）生长曲线，通过选取细菌第一指数生长期一系列的P-t点，计算菌种生长速率常数（k），根据公式（2）进一步计算出不同待测样浓度对细菌生长的抑制率（I）[18-19]。

（2）

1.3.6 固相微萃取-气质联用色谱对挥发性成分鉴定

1.3.6.1 挥发成分萃取

用老化后的50/30 μm DVB/CAR/PDMS萃取头（250 ℃，30 min，以氦气为流动相，老化至无干扰峰出现）对样品挥发性成分进行萃取。取0.2 g海带酶解物及发酵产物加入20 mL顶空瓶中，密封后于60 ℃加热平衡10 min后，插入萃取装置，推出纤维头，60 ℃顶空吸附30 min，吸附后的纤维头插入GC进样口，250 ℃解析5 min，用于GC-MS分析。

1.3.6.2 色谱条件

色谱柱：HP-5MS弹性毛细管柱（60 m×0.25 mm，0.25 μm）；升温程序：40 ℃保持2 min，10 ℃/min升至250 ℃，保持10 min；载气：He；流速：1.3 mL/min，不分流进样；进样口温度：250 ℃；溶剂延迟2 min。

1.3.6.3 质谱条件

电离方式：EI离子源温度230 ℃；电子能量70 eV；质量扫描范围m/z：33～450。

2 结果与分析

2.1 发酵过程酶解液参数变化

以海带酶解液为培养基，接种食品级微生物戊糖片球菌进行发酵。发酵过程中酶解液的pH值、菌落数、总糖及还原糖含量变化见表1。戊糖片球菌发酵9 h后菌落总数达到最大值8.61（lg（CFU/mL）），发酵液pH值降至4.26，总糖含量由3.71 mg/mL降低到2.20 mg/mL，还原糖含量由2.35 mg/mL降至1.47 mg/mL。说明戊糖片球菌可以利用海带提取液中的营养物质生长，同时产生酸性代谢物质，促使环境pH值随发酵的进行逐渐降低，发酵液中总糖含量的减少主要是来自于还原糖的减少；继续发酵至12 h，菌落总数下降，pH值变化不大，菌的生长进入衰亡期，说明戊糖片球菌对海带酶解液的发酵在12 h已经基本完成。

表 1 发酵过程参数的变化

Table 1 Changes in parameters during the fermentation process

2.2 抗氧化性

2.2.1 ABTS＋•清除能力

图 1 海带酶解产物与发酵产物对ABTS＋•的清除率

Fig.1 ABTS radical scavening capacity of Laminaria hydrolysate and its fermented products

由图1可知，海带酶解物及发酵产物都具有清除ABTS＋•能力，且对ABTS＋•的清除率随其质量浓度增加而增大，具有质量浓度依赖性。通过计算发现海带酶解物对ABTS＋•的半抑制浓度（half-inhibitory concentration，IC50）为8.51 mg/mL，其发酵产物的IC50为6.49 mg/mL，相对于海带酶解物，发酵产物的IC50降低了23.74%，说明乳酸菌发酵后海带抗氧化能力提高了23.74%。这一现象与?or?evi?等[20]的报道一致，其利用乳酸杆菌和酿酒酵母菌发酵乔麦、麦胚、大麦和黑麦等4 种谷物，对比了发酵前后抗氧化活性的变化发现发酵对谷物抗氧化活性的提高起到了一定作用。此外，
Li Sha等[21]使用沸水提取海带后测定海带的TEAC值为6.81 µmol/g，而本实验中利用酶解产物测得的海带TEAC值为4.95 µmol/g。推测TEAC值的差别可能是由于不同产地、不同时间收获的海带其含有的抗氧化性物质种类和含量不同造成的。

2.2.2 铁氰化钾还原力

图 2 海带酶解物与发酵产物对铁氰化钾的还原力

Fig.2 Potassium ferricyanide reducing power of Laminaria hydrolysate and its fermented products

除自由基清除外，抗氧化剂的抗氧化性还与其还原力有关，还原力越强，抗氧化性越强。由图2可知，海带酶解物发酵前后都具有一定铁还原能力，且随着其质量浓度的增大，铁还原能力逐渐增强。海带发酵产物的铁还原能力要优于海带酶解物，这一结果与两者的ABTS＋•清除能力一致。

2.3 海带酶解物与发酵产物的抑菌性评价

微生物生长过程中伴随着产热，产热是细胞代谢的重要生理参数。微量热法作为热力学研究的一种重要方法，已在生命科学的各个领域获得广泛应用。借助微量热仪的高灵敏度，可以研究细胞的代谢过程和相关性质。如Wang Xiaohong等[22]利用微量热检测考察了不同浓度乳酸链球菌素对金黄色葡萄球菌生长影响，通过获得的动力学信息包括生长速率常数、抑制率和半抑制浓度，得出乳酸链球菌素对金黄色葡萄球菌具有抑制效果。为考察海带酶解物与其发酵产物对致病菌的影响，本实验选用大肠杆菌、金黄色葡萄球菌及沙门氏菌作为研究对象，利用微量热法研究了海带酶解物及其发酵产物对上述菌群生长行为的影响。

2.3.1 大肠杆菌正常生长的热功率-时间曲线

沙门氏菌、金黄色葡萄球菌和大肠杆菌的生长均可分为4 个时期：停滞期、第一指数生长期、第二指数生长期和衰亡期。由图3可知，第1个峰即第一指数生长期，第2个峰即第二指数生长期。

图 3 37 ℃条件下大肠杆菌在LB培养基中生长代谢的热功率-时间曲线

Fig.3 Thermal power-time curve of E. coli in LB medium at 37 ℃

2.3.2 海带酶解物对大肠杆菌、沙门氏菌和金黄色葡萄球菌生长的影响

图 4 不同海带酶解物质量浓度下大肠杆菌（a）和沙门氏菌（b）在37 ℃的热功率-时间曲线

Fig.4 Thermal power-time curves of E. coli (a) and Salmonella (b) in the presence of Laminaria hydrolysate with different concentrations at 37 ℃

由图4a可知，随着海带酶解物质量浓度的增加，大肠杆菌第一指数期的最大热功率峰值降低且出现时间延迟，产热量也减少；第二阶段的生长峰也逐渐拖后，产热量减少，说明海带提取物可抑制大肠杆菌的生长。对于沙门氏菌而言，随海带酶解物质量浓度的增加，其第一指数期的最大热功率峰值的出现时间与产热量无明显变化，而第二阶段的生长峰逐渐提前，热功率峰值也逐渐升高，产热量随着浓度的增大而增大（图4b）。金黄色葡萄球菌的P-t曲线与沙门氏菌趋势相同（图表未给出），这表明海带酶解物对沙门氏菌和金黄色葡萄球菌的生长具有一定的促进作用，并且这种促进作用与酶解物质量浓度呈正相关。于秀芳等[23]利用高灵敏度微量热仪测试也发现人参对促进金黄色葡萄球菌代谢，却抑制大肠杆菌、枯草杆菌生长。这是因为提取物中的蛋白质、糖类等物质可为微生物的生长提供营养，而提取物的抑菌作用不仅与其成分组成相关，也与考察的微生物种类及数量相关。

表 2 不同海带酶解物质量浓度下各细菌的生长速率常数（k）及其
对细菌的抑制率（I）

Table 2 Growth rate constant k and the inhibition rate I of the bacteria in the presence of Laminaria hydrolysate with different concentrations

注：—. 无法计算得到有意义的数据。

由表2可知，随海带酶解物质量浓度的增加，大肠杆菌的第一指数期生长速率常数（k）逐渐降低，海带酶解物对大肠杆菌的最大抑制率（I）计算为36.45%。添加不同质量浓度的酶解产物，沙门氏菌与金黄色葡萄球菌的生长速率常数则没有太大变化。穆凯峰等[11]使用圆形纸片法测试了海带的甲醇、乙醇、丙酮提取物的抑菌性，发现海带酶解物对大肠杆菌无抑制效果。徐秀丽等[24]对中国经济海藻甲醇浸泡提取物抑菌性的研究结果也表明，海带酶解物对大肠杆菌与金黄色葡萄球菌均无抑制效果。上述有机溶剂通常用以提取挥发性、脂溶性的活性物质，却并不适用于水溶性活性物质的提取，其结果只能表明海带中挥发性、脂溶性的抑菌物质含量甚少。尽管固相萃取-气质联用色谱测试结果表明海带酶解物的挥发性抑菌物质含量少，但据前期实验苯酚硫酸法计算其水溶性多糖含量为53.13%，而已有多篇文章报道水溶性多糖具有抑菌活性[25-26]，由此推断可能由于大量多糖的存在，海带酶解物才对大肠杆菌具备一定的抑菌效果。

2.3.3 海带发酵产物对大肠杆菌、沙门氏菌和金黄色葡萄球菌生长的影响

测定海带发酵产物对大肠杆菌、沙门氏菌和金黄色葡萄球菌生长的影响，发现加入不同质量浓度海带发酵产物后，3 种菌株的生长代谢P-t曲线变化趋势与图4a相同，即随着发酵产物质量浓度的增加，菌株的第一指数期最大热功率峰值变小且出现时间延迟，产热量降低；第二阶段的生长峰逐渐拖后，最大热功率峰值变小，产热量也随质量浓度的增大而减少，说明海带发酵产物对大肠杆菌、沙门氏菌和金黄色葡萄球菌均具有抑制效果。进一步计算得到不同质量浓度发酵产物对各细菌的抑制率（I），见表3。随发酵产物质量浓度的增加，3 种菌的生长速率常数随之减小，抑制率随之增大。发酵产物对大肠杆菌、沙门氏菌和金黄色葡萄球菌的IC50分别为7.48、8.56、9.20 mg/mL，较酶解物无法计算有效的IC50，说明发酵产物的抑菌能力提高了将近100%，并且发酵产物的抑菌效果大小为大肠杆菌＞沙门氏菌＞金黄色葡萄球菌。句荣辉等[27]研究了植物乳杆菌和戊糖片球菌对金黄色葡萄球菌生长的影响，发现这2 种乳酸菌对金黄色葡萄球菌都具有抑制效果。乳酸菌在发酵过程中会产生一些抗细菌或真菌物质如乙酸、乳酸、乙醇[28]
和苯乳酸PLA[29]。固相微萃取-气质联用色谱分析发现，与海带酶解物或LB培养基相比，海带酶解物的戊糖片球菌发酵产物中的挥发性物质种类更多，含量更高（图5）。经NIST08质谱库比照鉴定，没有在海带酶解物中找到确定化学结构的挥发物质，而其戊糖片球菌发酵产物中却能检测到乙酸（保留时间9.83 min）、乙酸乙酯（9.91 min）、己酸（15.83 min）、苯乙醛（17.23 min）、乙酰胺（18.69 min）、十二烷（23.03 min）等挥发性抗菌成分[30]。尽管LB培养基的发酵产物含有极少量的乙酸、二甲基吡嗪（15.00 min）、邻苯二甲酸二甲酯（29.48 min），其对大肠杆菌、沙门氏菌和金黄色葡萄球菌却无明显抑菌作用。由此推断发酵产物的抑菌性提高，是由戊糖片球菌利用海带酶解液进行生长代谢时生成的产物引起的，而戊糖片球菌本身的抑菌性有限。

表 3 不同海带发酵产物质量浓度下各细菌的生长速率常数（k）与其对细菌的抑制率（I）

Table 3 Growth rate constant k and the inhibition rate I of the bacteria in the presence of fermented Laminaria hydrolysate with different concentrations

图 5 海带酶解物（a）、LB培养基戊糖片球菌发酵产物（b）与海带酶解物的戊糖片球菌发酵产物（c）总离子流图

Fig.5 Total ion current chromatogram of Laminaria hydrolysate (a), and fermented products from LB medium (b) and from the hydrolysate (c)

3 结 论

海带酶解物具有抗氧化性，在37 ℃恒温培养箱经戊糖片球菌静置发酵12 h后，其发酵产物对ABTS＋•清除效果更为明显，提高了23.74%，说明戊糖片球菌发酵能增加海带酶解物的抗氧化能力。海带酶解物对大肠杆菌具有有限的抑制生长作用，然而经戊糖片球菌发酵后，其发酵产物对大肠杆菌、金黄色葡萄球菌、沙门氏菌都显示了良好的生长抑制效果。上述结果表明益生菌戊糖片球菌发酵能显著提高海带酶解物的抗氧化性和抑菌性，生物酶解与生物发酵方法的结合在功能性海藻食品研发应用上极具潜力。

参考文献：

[1] 王文亮, 王守经, 宋康, 等. 中国海带资源的功能及其开发利用研究[J]. 农业工程技术: 农产品加工业, 2008(11): 40-41.

[2] 程艳, 陈丽娇, 肖欣欣, 等. 国内外海带加工现状与福建省的发展对策[J]. 福建水产, 2011, 32(2): 89-92.

[3] 云月英, 王云龙. 乳酸菌与健康[J]. 农产品加工: 学刊, 2009(1): 67-70.

[4] 余焕玲, 晏萍. 乳酸菌的生理功能及在食品中应用[J]. 饮料工业, 2000, 3(4): 10-13.

[5] 付荣霞, 杨树成, 赵婧博. 发酵型海带、黑芝麻酸奶冻的研究[J]. 中国乳品工业, 2010, 38(4): 26-28.

[6] 肖欣欣. 海带乳酸发酵制品的研制及贮藏期间菌相变化的研究[D]. 福州: 福建农林大学, 2012: 22-35.

[7] LEE B J. Development of functional food using fermented marineorganism[J]. Food Industry and Nutrition, 2013, 18(1): 8-12.

[8] KANG Y M, LEE B J, KIM J I, et al. Antioxidant effects of fermented sea tangle (Laminaria japonica) by Lactobacillus brevis BJ20 in individuals with high level of γ-GT: a randomized, double-blind, and placebo-controlled clinical study[J]. Food and Chemical Toxicology, 2012, 50(3/4): 1166-1169.

[9] 余华. 海带多糖提取条件的优化和脱蛋白工艺[J]. 中国食品添加剂, 2006(3): 39-43.

[10] 刘晓林, 许加超, 高昕, 等. 海带中主要活性成分的浸提条件[J]. 渔业科学进展, 2011, 32(6): 85-91.

[11] 穆凯峰, 吴永沛, 杨芳, 等. 海带抗菌活性的研究[J]. 水产科学, 2009, 28(11): 559-662.

[12] 逯慎杰, 刘秀河, 田宝兰. 响应面分析法优化海带提取液制备工艺的研究[J]. 食品与发酵科技, 2011, 47(1): 53-56.

[13] 翟为, 张美双, 张莉霞, 等. 复合酶法提取海带多糖工艺优化[J]. 食品科学, 2012, 33(18): 6-9.

[14] 张换, 曾艳, 管于平, 等. 响应面法优化海带多糖的酶法提取工艺及其抗氧化研究[J]. 食品科技, 2013, 38(5): 197-202.

[15] DUBOIS M, GILLES K A, HAMILTON J K. Colorimetric method for determination of sugara and related substances[J]. Analytical Chemistry, 1956, 28(3): 350-356.

[16] 张晓溪, 曾艳, 张泽生, 等. 果糖与氨基酸美拉德反应产物的抗氧化性研究[J]. 食品工业科技, 2011, 32(6): 175-178.

[17] 黄海兰, 徐波, 李增新, 等. 崂山蘑菇抗氧化成分提取及其活性研究[J]. 食品科学, 2005, 26(9): 61-66.

[18] 程丹红, 赵艳玲, 杨宏博, 等. 微量量热法研究左金丸与反左金丸对肠道菌群生长代谢的影响[J]. 中国中西医结合杂志, 2011, 31(2): 209-212.

[19] VIDHYASAGAR V, JEEVARATNAM K. Evaluation of Pediococcus pentosaceus stains isolated from Idly batter for probiotic in vitro[J]. Journal of Functional Foods, 2013, 5(1): 235-243.

[20] ?OR?EVI? T M D, ŠILER-MARINKOVI? S S, DIMITRIJEVI?-BRANKOVI? S I, et al. Effect of fermentation on antioxidant properties of some cereals and pseudo cereals[J]. Food Chemistry, 2010, 119(3): 957-963.

[21] LI Sha, LI Shuke, GAN Renyou, et al. Antioxidant capacities and total phenolic contents of infusions from 223 medicinal plants[J]. Industrial Crops and Products, 2013, 51: 289-298.

[22] WANG Xiaohong, LIU Ying, XIE Bijun, et al. Effect of nisin on the growth of Staphylococcus aureus determined by a microcalorimetric method[J]. Molecular Nutrition and Food Research, 2005, 49(4): 350-354.

[23] 于秀芳, 张洪林, 李志萍, 等. 人参对微生物的促进和抑制代谢过程的动力学模型及其应用的微量热法研究[J]. 生物工程学报, 1996, 12(增刊1): 249-253.

[24] 徐秀丽, 范晓, 宋福行. 中国经济海藻提取物生物活性[J]. 海洋与湖沼, 2004, 35(1): 54-63.

[25] 宋小勇, 刘强, 杨磊, 等. 蒲公英多糖提取工艺及其抗菌活性研究[J]. 中国药房, 2010, 21(47): 4453-4455.

[26] 赵成萍, 冯翠萍, 常晓敏. 灵芝多糖抑菌作用的研究[J]. 食用菌, 2012, 34(2): 60-61.

[27] 句荣辉, 黄广学, 罗红霞, 等. 植物乳杆菌、戊糖片球菌对产肠毒素金黄色葡萄球菌生长的影响[J]. 肉类研究, 2013, 27(7): 6-9.

[28] PRACHYAKIJ P, CHARERNJIRATRAKUL W, KANTACHOTE D. Improvement in the quality of a fermented seaweed beverage using an antiyeast starter of Lactobacillus plantarum DW3 and partial sterilization[J]. World Journal of Microbiology and Biotechnology, 2008, 24(9): 1713-1720.

[29] 郁书怀. 片球菌属乳酸菌乳酸脱氢酶生物合成苯乳酸的研究[D]. 无锡: 江南大学, 2013: 1-3.

[30] 许传坤, 莫明和, 张克勤. 固相微萃取-气质法测定土壤挥发性抑菌物质[J]. 微生物学报, 2004, 31(5): 14-18.