渗透汽化原位分离耦合拜氏梭菌丁醇发酵的研究

（ 1.中国科学院上海高等研究院，上海 201210； 2.中国科学院大学，北京 100049； 3.上海科技大学生命科学与技术学院，上海 201210）

摘要：以筛选得到的聚二甲基硅氧烷（ polydimethylsiloxane， PDMS） -聚偏氟乙烯（ polyvinylidene fluoride， PVDF）复合膜为分离用膜，开展了拜氏梭菌（ Clostridium beijerinckii） ZL01丁醇发酵与渗透汽化原位分离耦合的研究，结果表明：分批发酵 -渗透汽化原位分离耦合与分批发酵相比，初始葡萄糖质量浓度从 50 g/L提高至 90 g/L；在 90 g/L的初始葡萄糖质量浓度下，发酵结束时发酵液和渗透液中的丁醇总产量从 13.2 g/L提高到 16.9 g/L，总溶剂（丙酮（ acetone）、丁醇（ butanol）、乙醇（ ethanol），简称 ABE）产量从 17.8 g/L提高到 24.3 g/L，葡萄糖利用率从 59.4%提高到 95.7%。另外，分离过程中膜的总渗透通量平均为 705 g/（ m 2· h），丁醇分离因子平均为 19.0；经渗透汽化分离，渗透液可直接进入下一步蒸馏阶段，其中丁醇和总溶剂 ABE质量浓度分别为 178 g/L和 292 g/L，与分批发酵工艺中发酵液直接进入蒸馏塔相比，丁醇和总溶剂 ABE质量浓度分别提高了 10.9倍和 14.1倍，可大大降低蒸馏能耗。

丁醇作为一种优良的有机溶剂和重要的化工原料，广泛应用于化工、食品、塑料、有机合成、油漆等工业 [1-2]，同时丁醇也是一种非常有潜力的车用液体燃料 [1]。目前丁醇的生产方法主要有化学法和生物法，生物法生产丁醇早在一战期间是仅次于乙醇的第二大发酵工业 [3]。后来因石化工业迅猛发展，化学法替代了丁醇的生物发酵法生产。 20世纪末，随着石油资源的日趋减少和全球环境污染问题的日益严重，可持续发展受到越来越多的关注，由于生物法可以利用可再生的生物质资源，而且生物丁醇作为液体燃料不会产生 NO X和硫化物等引发大气污染的物质，因此生物发酵法生产丁醇技术又重新受到重视 [4]。

生物发酵法生产丁醇，产品除丁醇（ butanol）外还含有丙酮（ acetone）、乙醇（ ethanol）等副产物，因此简称为 ABE发酵。发酵所用菌种多为丙酮丁醇梭菌（Clostridium acetobutylicum）、拜氏梭菌（Clostridium beijerinckii）等，以玉米、木薯等淀粉质原料或者秸秆、玉米芯等木质纤维素原料，在厌氧条件下发酵得到丁醇等产物 [5-7]。但是发酵过程中产物丁醇对微生物的生长代谢产生抑制，使得发酵液中总溶剂 ABE质量浓度一般维持在 23 g/L以下，其中丁醇一般不超过 13 g/L [8]。发酵液中丁醇质量浓度低导致工业分离提取成本高。为了减弱产物抑制，提高产量，降低成本，解决方法主要有： 1）采用基因工程等生物技术手段对菌种进行改造，获得耐丁醇的高产菌株； 2）采用有效的分离技术与发酵工艺耦合，及时移除丁醇，减弱产物抑制。研究较多的分离提取方法有液 -液萃取 [9]、气提 [10-11]、吸附 [12]、精馏 [13]和渗透汽化 [14-17]等。渗透汽化是一种节能有效的新型膜分离技术，操作简单、选择性高、能耗较低 [18]，与发酵耦合时对菌体没有危害 [19]，因此得到广泛的关注 [15-17]。目前渗透汽化分离丁醇的研究大多集中在新型渗透汽化膜材料的开发上，对发酵耦合工艺研究的关注较少。 Qureshi等 [20]将渗透汽化应用于C. acetobutylicum ATCC 824发酵液中丁醇等溶剂的分离提取，研究渗透汽化与分批补料发酵相耦合，发酵液体积 0.50 L，渗透汽化膜面积 0.022 m 2，发酵结束后，溶剂产率从 0.30 g/（ L· h）提高至 0.37 g/（ L· h）。 Li Jing等 [21]以木薯为底物，研究渗透汽化与C. acetobutylicum DP217间歇发酵耦合，发酵液体积 1.0 L，渗透汽化膜面积 0.007 2 m 2，丁醇和总溶剂 ABE产量分别达到 13.0 g/L和 21.3 g/L。当渗透汽化与连续发酵耦合时，发酵 320 h，总溶剂 ABE产量达到 201.8 g/L。本研究利用实验室诱变得到的高产丁醇菌株Clostridium beijerinckii ZL01，将丁醇发酵工艺与渗透汽化原位分离耦合，考察丁醇分离及产量提高效果，以期为渗透汽化分离工艺在丁醇提取中的实际应用提供参考。

1 材料与方法

菌种：拜氏梭菌（Clostridium beijerinckii） ZL01，是上海高等研究院生物炼制实验室由C. beijerinckii NCIMB 8052（购于美国菌种保藏中心）诱变选育获得的丁醇高产菌株。

TYA种子培养基：葡萄糖 40 g、酵母粉 2.0 g、蛋白胨 6.0 g、牛肉粉 2.0 g、 CH 3 COONH 4 3.0 g、 MgSO 4· 7H 2 O 0.2 g、 K 2 HPO 4 0.5 g、 FeSO 4· 7H 2 O 0.01 g，蒸馏水定容至 1 L，自然 pH值， 115℃灭菌 15 min。

TYA发酵培养基：葡萄糖 50 g、酵母粉 2.0 g、蛋白胨 6.0 g、牛肉粉 2.0 g、 CH 3 COONH 4 3.0 g、 MgSO 4· 7H 2 O 0.2 g、 K 2 HPO 4 0.5 g、 FeSO 4· 7H 2 O 0.01 g，蒸馏水定容至 1 L，自然 pH值， 115℃灭菌 15 min。

LC-20A高效液相色谱仪、 GC-2010 plus高效气相色谱仪日本 Shimadzu公司； MDF-U53V-80℃超低温冰箱日本三洋公司； ZDP-A2160全自动新型电热培养箱上海智诚分析仪器制造有限公司； D8C-31046欧瑞康莱宝真空泵欧瑞康莱宝真空设备（天津）有限公司； A23617分光光度计德国 Beckman公司。

从- 80℃冰箱取出保藏菌种，以 200μL转接到含 10 mL种子培养基的试管中，在沸水中热激 1.0 min，迅速放入室温水中冷却 5 min， 37℃恒温培养箱中静置培养 24 h，然后按 10%的接种量转入含有 40 mL种子培养基的 100 mL三角瓶，在 37℃恒温培养箱中静置培养 24 h后，按 10%的接种量转入含有 100 mL种子培养基的 250 mL三角瓶，在 37℃恒温培养箱中静置培养 24 h后用于实验。

渗透汽化原位分离耦合丁醇发酵装置为自制，如图 1所示。渗透汽化原位分离耦合丁醇发酵装置包括发酵罐、蠕动泵、渗透汽化膜组件、冷肼、真空系统、管路等部件，发酵液从发酵罐经蠕动泵进入渗透汽化膜组件，在膜组件内经过渗透汽化分离，透过膜一侧的渗透液在真空系统中汽化后由液氮冷肼收集，未渗透的组分循环回到发酵罐。发酵罐体积为 2 L，加入 1 L发酵液，发酵温度由水浴加热控制，流量由转子流量计设定，结合蠕动泵调节流量为 15 L/h。渗透汽化膜的有效膜面积为 2.4× 10 -3 m 2，膜下游侧真空压强小于 800 Pa，膜材料由清华大学化工系和同济大学提供。在发酵与渗透汽化分离耦合开始前，渗透汽化装置首先用 75%酒精循环冲洗 1 h，然后用 1 L无菌水循环冲洗 1 h。

图1 渗透汽化原位分离耦合丁醇发酵装置
Fig.1 Schematic diagram showing the experimental setup for butanol fermentation integrated with in situ pervaporation

渗透汽化原位分离性能的评价指标主要有渗透通量（J）和分离因子（α）。

式中：m为渗透液质量 /g；A为膜有效面积 /m 2；t为渗透汽化过程操作时间 /h；J为渗透通量 /（ g/（ m 2· h））；y为组分在渗透液中的质量分数 /%；x为组分在原料液中的质量分数 /%。

将活化培养好的菌种按 10%的接种量转入含有 1 L发酵培养基的发酵罐中， 37℃静置培养至发酵液中丁醇质量浓度为 6.0 g/L左右时，开始耦合渗透汽化分离。

采用气相色谱法（ gas chromatography， GC）测定发酵液和渗透液中的各溶剂含量，渗透液中由于有机溶剂质量浓度高故分为两相，在测定前用去离子水稀释。气相色谱仪 Shimadzu 2010 Plus，色谱条件：毛细管色谱柱 Inert Cap Pure Wax（ 30 m× 0.25 mm， 0.25μm）；程序升温： 50℃保持 3.8 min，以 20℃ /min升至 220℃，保持 3 min；进样口温度 200℃， FID检测器温度 230℃；载气 N 2流量 1.0 mL/min， H 2流量 40 mL/min；空气流量 400 mL/min；进样量 0.5μL；分流比 50∶1。采用内标法定量，内标为异丁醇 [22]。

采用高效液相色谱法（ high performance liquid chromatography， HPLC）测定发酵液中残留葡萄糖的含量，液相色谱仪 Shimadzu LC-20A，色谱条件：液体色谱柱 Bio-Rad Aminex HPX-87H（ 300 mm× 7.8 mm），柱温 65℃；流动相 0.005 mol/L H 2 SO 4，流速 0.8 mL/min；检测器为 RID；进样量 20μL。采用外标法定量 [22]。

采用分光光度法 [20]测定发酵液中的菌体细胞浓度，将发酵液摇匀后取样，样品稀释至适当浓度，在波长 600 nm处测定光密度（ OD）值。

2 结果与分析

用于丁醇渗透汽化分离的膜材料主要集中于聚合物膜及其改性膜，有代表性的是含硅聚合物膜和聚醚酰胺嵌段共聚物（ poly（ ether block amide）， PEBA）聚合物膜材料 [23]，含硅聚合物膜中聚二甲基硅氧烷（ polydimethylsiloxane， PDMS）最受关注 [24-25]。因此本研究主要选取了 PEBA膜和 PDMS膜，进行了质量分数 1.5%丁醇 -水溶液渗透汽化分离实验，以筛选最佳的丁醇分离用膜，结果见表 1。

表1 不同渗透汽化膜材料分离丁醇-水溶液的结果比较
Table1 Comparison of pervaporation performance by different membranes in butanol-water solution

膜型号渗透通量/（g/（m 2·h））分离因子PEBA-a385.218.2 PEBA-b559.119.5 PEBA-c646.613.1 PDMS-18#1 889.53.2 PDMS-560AB1#145.524.5 PDMS-560AB2#283.020.4 PDMS-AB1#150.019.5 PDMS-AB2#175.81 3.7 PDMS-AB3#292.414.5 PDMS-AB4#270.811.4 PDMS-AB5#103.927.5 PDMS-1#1 054.620.8

渗透通量与分离因子之间一般是相互矛盾的，渗透通量较大的膜，分离因子较小。在考察的 12种膜中， PDMS-18#的渗透通量最大，高达 1 889.5 g/（ m 2· h），但其分离因子最低，只有 3.2，不能满足丁醇的分离要求。 PDMS-1#是一种 PDMS-PVDF复合膜，分离 1.5%丁醇 -水溶液的渗透通量为 1 054.6 g/（ m 2· h），分离因子为 20.8，综合考虑分离效率，选择膜 PDMS-1#做进一步的研究。

在初始葡萄糖质量浓度 50.3 g/L时，经过 44 h发酵结束，发酵液中丁醇、丙酮、乙醇以及总溶剂 ABE产量分别为 15.0、 4.0、 0.4 g/L以及 19.4 g/L，此时总溶剂 ABE产率为 0.44 g/（ L· h）。 44 h发酵结束后，发酵液中残糖含量为 0.3 g/L，葡萄糖利用率为 99.4%，葡萄糖几乎全部耗尽。为提高溶剂产量，研究最佳初始糖质量浓度，降低成本，分别进行了初始葡萄糖质量浓度为 70.3、 90.0 g/L及 111.0 g/L的分批发酵，结果见表 2。随着葡萄糖质量浓度升高至 70.3 g/L和 90.0 g/L，丁醇产量下降至 13.3 g/L和 13.2 g/L，并且发酵时间延长。在高质量浓度葡萄糖条件下，底物对菌种发酵过程产生了负作用，降低了产量。当葡萄糖质量浓度为 111.0 g/L时，丁醇产量仅仅为 11.3 g/L，与 50.3 g/L相比，总溶剂 ABE产率降低了 50%，说明此时高质量浓度的底物已严重抑制了菌体正常的生长代谢，原因可能为： 1）葡萄糖质量浓度太高，培养基中渗透压较大对菌体细胞有一定的危害作用； 2）葡萄糖作为碳源，过高质量浓度的葡萄糖与其他营养成分比例不平衡，存在制约，影响了发酵 [26]。

表2 C. beijerincckkiiii ZL01在不同初始葡萄糖质量浓度下分批发酵的结果比较
Table2 Comparison of batch fermentation from different concentrations of original glucose byC. beijerinckii ZL01

发酵结果葡萄糖质量浓度/（g/L）507090110总溶剂ABE质量浓度/（g/L）19.417.917.815.2丁醇质量浓度/（g/L）15.013.313.211.3总溶剂ABE产率/（g/（L·h））0.440.300.250.22初糖质量浓度/（g/L）50.370.390.0111.0残糖质量浓度/（g/L）0.319.736.564.8葡萄糖利用率/%99.472.059.441.6葡萄糖消耗速率/（g/（L·h））1.140.840.760.66发酵时间/h44607070

由表 2可知，C. beijerinckii ZL01在 4个葡萄糖质量浓度下的分批发酵过程中，被利用的葡萄糖大约都在 50 g/L左右。这可能是随着发酵液中丁醇的累积，产物对菌体生长代谢的抑制作用逐渐增强，反过来影响了菌种对葡萄糖的利用，为了减弱产物抑制，提高产量，需要及时移除丁醇。

2.3.1初始葡萄糖质量浓度对分批发酵 -渗透汽化分离耦合的影响

适当增加底物质量浓度发酵能够减小设备规模，降低工业成本，因此，考察了初始葡萄糖质量浓度为 50、 70、 90、 110 g/L时，分批发酵与渗透汽化分离耦合工艺下各项发酵指标，结果见表 3。

表3 C. beijerinckii ckii ZL01在不同初始葡萄糖质量浓度下分批发酵-渗透-汽化原位分离耦合的结果比较
Table3 Comparison of batch fermentation integrated with Table3 Comparison of batch fermentation integrated with in situ itu pervaporation from different concentrations of original glucose by pervaporation from different concentrations of original glucose by C. beijerinckiikii ZL01ZL01

发酵结果葡萄糖质量浓度/（g/L）507090110总溶剂ABE质量浓度/（g/L ）20.222.124.319.7丁醇质量浓度/（g/L）14.915.316.914.5总溶剂ABE产率/（g/（L·h））0.550.500.360.27初糖质量浓度/（g/L）50.369.990.1107.0残糖质量浓度/（g/L）0.20.03.953.5葡萄糖利用率/%99.6100.095.750.0葡萄糖消耗速率/（g/（L·h））1.351.591.290.72发酵时间/h37446774

当初始葡萄糖质量浓度为 50 g/L时，总溶剂 ABE产量为 20.2 g/L，与分批发酵的 19.4 g/L相差不大，但渗透汽化耦合发酵时间为 37 h，比分批发酵的 44 h缩短了 7 h，因此总溶剂 ABE产率从 0.44 g/（ L· h）提高到 0.55 g/（ L· h），渗透汽化原位分离耦合丁醇发酵在低质量浓度初始葡萄糖（ 50 g/L）条件下大大提高了发酵效率。当初始葡萄糖质量浓度为 70 g/L，与分批发酵相比，总溶剂 ABE产量由 17.9 g/L提高到 22.1 g/L，提高了 23.5%，葡萄糖消耗速率从 0.84 g/（ L· h）增加到 1.59 g/（ L· h），增加了 89.3%。当初始葡萄糖质量浓度增加至 90 g/L，与分批发酵相比，总溶剂 ABE产量由 17.8 g/L提高到 24.3 g/L，提高了 36.5%，葡萄糖消耗速率从 0.76 g/（ L· h）增加到 1.29 g/（ L· h），增大了 69.7%。由于渗透汽化移走丁醇等产物，减弱了产物抑制，与分批发酵相比，溶剂产量均提高，糖消耗速率加快，发酵时间缩短，溶剂产率提高。由表 3可知，随着初始葡萄糖质量浓度的增加，溶剂产量先升高后降低。当葡萄糖质量浓度增加至 110 g/L，发酵时间延长至 74 h，总溶剂 ABE产量下降为 19.7 g/L，这可能是因为高质量浓度的葡萄糖对菌株有严重的底物抑制，使得发酵不能正常进行，导致丁醇产量降低。

从 2.2节分析得出，分批发酵最适葡萄糖质量浓度为 50 g/L时，多余的糖不能被利用。但是当分批发酵与渗透汽化原位分离耦合，丁醇被及时移除，菌体细胞浓度增加，促进发酵，多余的糖能够被利用。如表 3所示， 50、 70 g/L及 90 g/L葡萄糖利用率几乎约为 100%，绝大部分葡萄糖被耗尽，渗透汽化原位分离丁醇对发酵过程的进行有明显的促进作用。分批发酵 -渗透汽化原位分离耦合提高了葡萄糖的利用率，并及时移除丁醇，发酵液中丁醇质量浓度降低，减弱了丁醇对菌株的毒害，菌株能够正常生长代谢，所以糖利用率增加。但是，当初始葡萄糖质量浓度从 50 g/L增加至 90 g/L，底物抑制作用较弱，总溶剂 ABE产率随糖质量浓度的升高反而降低，这可能是因为膜面积及料液循环等其他因素影响。

综上所述，本研究以总溶剂 ABE质量浓度为指标，认为初始葡萄糖质量浓度为 90 g/L，为分批发酵 -渗透汽化原位分离耦合工艺的最佳初始糖质量浓度。

为了更好地考察渗透汽化对发酵产物的分离效果，对C. beijerinckii ZL01在葡萄糖初始质量浓度 50 g/L的 TYA培养基中的分批发酵 -渗透汽化分离耦合过程中各发酵指标的变化进行了监测，同时以分批发酵过程中各指标作为对照。分批发酵时， 50 g/L葡萄糖能被菌种完全利用，经济性好，但是受到丁醇产物抑制，总溶剂 ABE产量只有 19.4 g/L。因此在发酵 20 h，此时发酵液中丁醇累积至 5.5 g/L，将发酵罐与渗透汽化装置连接，移除丁醇、丙酮等溶剂，直至发酵结束。发酵过程中发酵液中的各溶剂产生情况如图 2所示。图 2a是没有耦联渗透汽化分离的分批发酵过程，随着发酵的进行，发酵液中丁醇、丙酮和乙醇质量浓度持续增加，产物累积逐渐影响菌体正常新陈代谢，最终发酵 44 h丁醇质量浓度只能达到 15.0 g/L。而从图 2b中明显可以看出， 20 h开始发酵与渗透汽化分离耦联后，发酵液中尚存的丁醇、丙酮和乙醇质量浓度的增加变慢， 28 h时丁醇质量浓度为 8.6 g/L，随着发酵进行，丁醇质量浓度基本保持在该较低水平，直至发酵结束。结果表明渗透汽化有效地起到了分离丁醇等发酵产物的作用。

图2 C. beijerinckii ZL01分批发酵（a）和分批发酵-渗透汽化原位分离耦合（b）过程的发酵液中ABE产生情况
Fig.2 ABE production in fermentation broth during batch fermentation by C. beijerinckii ZL01 alone and integrated with in situ
pervaporation (initial glucose concentration of 50 g/L)

图3 C. beijerinckii ZL01分批发酵（a）和分批发酵-渗透汽化原位分离耦合（b）过程中葡萄糖消耗和菌株OODD 60000 nnmm值的变化
Fig.3 Glucose consumption and cell concentration during batch fermentation by C. beijerinckii ZL01 alone and integrated with in situ pervaporation

由图 3a与图 3b对照分析可以得出，从发酵 20 h渗透汽化分离耦合以后，由于丁醇、丙酮产物被及时移走，对菌株的产物抑制作用降低，因此发酵 20～ 40 h期间，菌株 OD 600 nm值均高于分批发酵， OD 600 nm值在 28 h达到最高（ 12.7），与分批发酵的最高值 9.6相比，提高 32.3%。发酵结束时，丁醇和总溶剂 ABE产量分别为 14.9 g/L和 20.2 g/L，与分批发酵的 15.0 g/L和 19.4 g/L相比，溶剂产量基本不变，这是由于不论是分批发酵还是渗透汽化耦合发酵， 50 g/L葡萄糖都被完全利用，收率是不变的。从葡萄糖消耗情况来看，分批发酵在 44 h残糖量为 0.7 g/L，几乎全部消耗完。而耦合渗透汽化分离之后， 32 h时残糖量就已降至 0.5 g/L，到 37 h发酵结束时残糖量仅为 0.2 g/L，底物葡萄糖消耗速率提高了 37.7%，发酵时间大大缩短。

2.3.3渗透汽化分离耦合丁醇发酵中渗透液各溶剂质量浓度及膜的分离性能

渗透汽化分离可以浓缩丁醇等溶剂，如图 4所示，渗透液中丁醇和总溶剂 ABE最高质量浓度分别能达到 178 g/L和 292 g/L，与分批发酵相比，总溶剂 ABE质量浓度提高了 14.1倍，可大大降低下一步蒸馏提取的能耗。同时，从图 5中可以看出，分批发酵 -渗透汽化原位分离耦合过程中，总渗透通量平均为 705 g/（ m 2· h），丁醇、丙酮和乙醇分离因子分别为 19.0、 20.4和 4.9。与渗透汽化分离 1.5%丁醇 -水溶液相比，渗透通量和分离因子均减小，这是由于发酵液中丁醇质量浓度为 7～ 8 g/L，溶剂质量浓度低，通量降低，丙酮和乙醇与丁醇竞争性通过膜，使得丁醇分离因子减小。另外，菌体细胞、葡萄糖、蛋白胨和牛肉膏的存在，发酵液黏度大于水溶液，同时这些成分会黏附在渗透汽化膜表面，阻碍溶剂组分吸附渗透过程，导致渗透汽化分离性能下降。

图5 分批发酵-渗透汽化原位分离耦合过程中膜的分离性能
Fig.5 Performance of the composite membrane in batch fermentation integrated with in situ pervaporation

3 结论

本研究首先筛选出一种 PDMS-PVDF复合膜，用于分离 1.5%丁醇 -水溶液的渗透通量为 1 054.6 g/（ m 2· h），丁醇分离因子为 20.8。将该复合膜应用于渗透汽化原位分离耦合C. beijer inckii ZL01丁醇发酵，可及时移除丁醇等毒性产物，减弱其对菌株的毒害作用，明显提高总溶剂 ABE产量以及葡萄糖利用率。当葡萄糖初始质量浓度为 90 g/L时，渗透汽化耦合分批发酵的总溶剂 ABE产量为 24.3 g/L，与分批发酵的 17.8 g/L相比，提高了 36.5%，葡萄糖利用率为 95.7%，与分批发酵的 59.4%相比，提高了 61.1%。渗透汽化耦合分批发酵过程的渗透通量平均为 705 g/（ m 2· h），丁醇、丙酮和乙醇分离因子分别平均为 19.0、 20.4和 4.9。经渗透汽化分离，渗透液中总溶剂 ABE可浓缩至 292 g/L，与分批发酵结束时发酵液中的总溶剂 ABE 19.4 g/L相比，是分批发酵的 15.1倍，可大大提高进入蒸馏塔时的总溶剂浓度，降低蒸馏能耗。

[1] 陈騊声, 陆祖祺. 发酵法丙酮和丁醇生产技术[M]. 北京∶ 化学工业出版社, 1999∶ 5-16.

[2] LEE S Y, PARK J H, JANG S H, et al. Fermentative butanol production by Clostridia[J]. Biotechnology and Bioengineering, 2008, 101(2)∶ 209-228.

[3] EZEJI T C, QURESHI N, BLASCHEK H P. Production of acetone, butanol and ethanol by Cl ostridium beijerinckii BA101 and in situ recovery by gas stripping[J]. World Journal of Microbiology & Biotechnology, 2003, 19(6)∶ 595-603.

[4] 金万勤, 刘公平, 徐南平. 渗透汽化在丙酮-丁醇发酵制备燃料丁醇中的研究进展[J]. 膜科学与技术, 2011, 31(3)∶ 25-31.

[5] 张九花, 蚁细苗, 柳颖, 等. 木质纤维原料制备燃料丁醇的研究进展[J].甘蔗糖业, 2014(4)∶ 38-45.

[6] 华连滩, 王义强, 彭牡丹, 等. 生物发酵产丁醇研究进展[J]. 微生物学通报, 2014, 41(1)∶ 146-155.

[7] 吴又多, 齐高相, 陈丽杰, 等. 可再生原料发酵生产生物丁醇的研究进展 [J]. 现代化工, 2014, 34(2)∶ 44-48.

[8] 王风芹, 程翔, 谢慧, 等 . 渗透汽化技术在生物丁醇生产中的应用进展[J]. 化学与生物工程, 2013, 30(1)∶ 1- 6.

[9] KRAEMER K, HARWARDT A, BRONNEBERG R, et al. Separation of butanol from acetone-butanol-ethanol fermentation by a hybrid extraction-distillation process[J]. Computers & Chemical Engineering, 2011, 35(5)∶ 949-963.

[10] XUE Chuang, ZHAO Jingbo, LIU Fangfang, et al. Two-stage in situ gas stripping for enhanced butanol fermentation and energy-saving product recovery[J]. Bioresource Technology, 2013, 135∶ 396-402.

[11] SETLHAKU M, HEITMANN S, GORAK A, et al. Investigation of gas stripping and pervaporation for improved feasibility of two-stage butanol production process[J]. Bioresource Technology, 2013, 136∶ 102-108.

[12] LIN Xiaoqing, WU Jinglan, JIN Xiaohong, et al. Selective separation of biobutanol from acetone-butanol-ethanol fermentation broth by means of sorption methodology based on a novel macroporous resin[J]. Biotechnology Progress, 2012, 28(4)∶ 962-972.

[13] 蒋波, 张晓东, 许海鹏, 等. 生物丁醇精馏工艺中醪塔的模拟与优化[J].化工进展, 2010(增刊1)∶ 221-225.

[14] HUANG Jicai, MEAGHER M M. Pervaporative recovery of n-butanol from aqueous solutions and ABE fermentation broth using thin-film silicalite-filled silicone composite membranes[J]. Journal of Membrane Science, 2001, 192(1/2)∶ 231-242.

[15] LIU Fangfang, LIU Li, FENG Xianshe. Separation of acetone-butanolethanol (ABE) from dilute aqueous solutions by pervaporation[J]. Separation and Purification Technology, 2005, 42(3)∶ 273-282.

[16] ZHOU Haoli, SU Yi, WAN Yinhua. Phase separation of an acetonebutanol-ethanol (ABE)-water mixture in the permeate during pervaporation of a dilute ABE solution[J]. Separation and Purification Technology, 2014, 132∶ 354-361.

[17] 应超, 陈春燕, 崔海娣, 等. PDMS膜生物反应器中ABE发酵的实验研究[J]. 酿酒科技, 2013(3)∶ 28-31.

[18] 陈雄, 吴坚平, 童灿灿, 等. 硅橡胶渗透汽化复合膜在丁醇发酵中的应用[J]. 化学工程, 2011, 39(9)∶ 83-87.

[19] 刘晓洁, 沈兆兵, 张丽丽, 等. 我国生物丁醇分离提取技术研究进展[J].生物技术进展, 2014, 4(5)∶ 325-330.

[20] QURESHI N, MEAGHER M M, HUANG J C, et al. Acetone butanol ethanol (ABE) recovery by pervaporation using silicalitesilicone composite membrane from fed-batch reactor of Clostridium acetobutylicum[J]. Journal of Membrane Science, 2001, 187∶ 93-102.

[21] LI Jing, CHEN Xiangrong, QI Benkun, et al. Efficient production of acetone-butanol-ethanol (ABE) from cassava by a fermentationpervaporation coupled process[J]. Bioresource Technology, 2014, 169∶251-257.

[22] GROOT W J, SCHOUTENS G H, van BEELEN P N, et al. Increase of substrate conversion by pervaporation in the continuous butanol fermentation[J]. Biotechnology Letters, 1984, 6(12)∶ 789-792.

[23] YEN H W, LIN S F, YANG I K. Use of poly(ether-block-amide) in pervaporation coupling with a fermentor to enha nce butanol production in the cultivation of Clostridium acetobutylicum[J]. Journal of Bioscience and Bioengineering, 2012, 113(3)∶ 372-377.

[24] NIEMIST☒ J, KUJAWSKI W, KEISKI R. Pervaporation perfor mance of composite poly(dimethyl siloxane) membrane for butanol recovery from model solutions[J]. Journal of Membrane Science, 2013, 434∶ 55-64.

[25] van HECKE W, HOFMANN T, de WEVER H. Pervaporative recover y of ABE during continuous cultivation∶ enhancement of performance[J]. Bioresource Technology, 2013, 129∶ 421-429.

[26] 林有胜. 玉米秸秆的酶水解与丁醇发酵研究[D]. 大连∶ 大连理工大学, 2009.

Butanol Fermentation by Clostridium beijerinckii Integrated with in situ Pervaporation

LIU Xiaojie 1,2 , SHEN Zhaobing 1,2 , LIU Li 1,* , SHI Jiping 1,3,*
(1. Shanghai Advanced Research Institute, Chinese Academy of Sciences, Shanghai 201210, China; 2. University of Chinese Academy of Sciences, Beijing 100049, China; 3. School of Life Science and Technology, Shanghai Tech University, Shanghai 201210, China)

Abstract： Butanol fermentation by Clostridium beijerinckii integrated with in situ pervaporation using a polydimethylsiloxane-polyvinylidene fluoride (PDMS-PVDF) composite membrane was carried out. The results showed that the original glucose concentration was increased to 90 g/L for butanol fermentation integrated with pervaporation, as compared to that (50 g/L) for the batch fermentation, and the glucose utilization was increased to 95.7% as compared to that (59.4% ) for batch fermentation. Meanwhile, butanol concentration was increased from 13.2 to 16.9 g/L, and the total amount of solvents (acetone-butanol-ethanol, ABE) was increased from 17.8 g/L to 24.3 g/L based on the original glucose of 90 g/L. In addition, the average total flux was 705 g/(m 2 ·h) and separation factor of butanol was 19.0 during the butanol separation process. The concentrations of butanol and total solvents were 178 and 292 g/L in the permeates, which were increased by 11.9 and 15.1 folds, respectively, as compared to those for batch fermentation.

Key words： butanol; pervaporation; in situ separation; Clostridium beijerinckii ; fermentation

基金项目：国家自然科学基金青年科学基金项目（21306219）；上海市科委院市合作项目（10dz1210400）；

中国科学院青年创新促进会专项经费项目（2015232）；中国科学院上海高等研究院交叉学科青年创新基金项目（141002）

作者简介：刘晓洁（1991—），女，硕士研究生，研究方向为发酵工程。E-mail：liuxj@sari.ac.cn

*通信作者：刘莉（1982—），女，助理研究员，博士，研究方向为食品生物技术。E-mail：liul@sari.ac.cn

史吉平（1964—），男，研究员，博士，研究方向为生物工程。E-mail：shijp@sari.ac.cn

渗透汽化原位分离耦合拜氏梭菌丁醇发酵的研究

1 材料与方法

2 结果与分析

3 结 论

3 结论