罗舜菁，张玫美，龚二生，刘成梅*，耿 勤，曾子聪，马 烨
（南昌大学 食品科学与技术国家重点实验室，江西 南昌 330047）
摘 要：分别用液液萃取、大孔树脂、固相萃取法纯化糙米多酚粗提物，对纯化物的多酚回收率和抗氧化性进行研究，并通过高效液相色谱分析3 种纯化方法总酚酸和其中9 种酚酸的回收率，3 种纯化方法多酚回收率分别为20.51%、53.45%、87.87%，总酚酸回收率分别为56.84%、67.35%、68.99%，多酚纯度由粗提物的19.23%分别提高到40.72%、46.84%和78.71%。多酚含量与1,1-二苯基-2-苦肼基自由基清除能力、铁还原能力极显著相关（P＜0.01）。除品种因素外，纯化方法是导致提取物中非酚酸多酚物质回收率差异大，进而引起多酚含量差异显著的另一重要原因；纯化方法对酚酸回收率有显著影响，应依据纯化目标物回收率来进行纯化方法的筛选，而非以传统的总多酚或总酚酸回收率判断具体某种酚酸的最适纯化方法。
关键词：糙米；多酚；纯化；高效液相色谱法
多酚具有抗氧化、抗病毒、抗肿瘤、保护心血管、抑菌等生物功能 [1]，Massaretto等 [2]研究发现糙米多酚能够抑制血管紧张素转化酶，Phetpornpaisan等 [3]发现米糠提取物能够抑制基质金属蛋白酶以控制皮肤老化和乳腺癌的转移。
多酚纯化是多酚物质分离、鉴定和应用中非常重要的一个步骤，目前还没有一个简单化和标准化的纯化方法。最常用的多酚纯化方法有液液萃取法、大孔树脂法和固相萃取法 [4]。液液萃取法常用的溶剂有乙酸乙酯、乙醚和石油醚，乙酸乙酯萃取的提取物具有极好的抗氧化性 [5]。对于多酚而言，大孔树脂法的最适用树脂和洗脱剂并不唯一，实验筛选出的最适树脂分别为D101、AB-8、NKA-9和NKA-Ⅱ [6-11]；而最适洗脱液分别为体积分数不同的乙醇溶液和丙酮溶液 [7,11-13]。固相萃取法是基于范德华力、氢键或者偶极相互作用对多酚吸附-解吸来进行纯化的，在多酚纯化中常使用C 18作为吸附剂 [14]，Tian等 [15]用C 18柱纯化糙米多酚，分离纯化得到11 种多酚。
实验条件和样品的不同给方法之间的比较造成困难，目前对同一样品不同纯化方法的比较研究较少，且不以糙米为研究对象，未涉及对其中单一酚酸的纯化效果比较。本研究比较了液液萃取法、大孔树脂法和固相萃取法对糙米多酚、总酚酸和其中9 种酚酸的回收率，旨在为明确目标物的最适纯化方法筛选提供理论依据和技术支持。
1.1 材料与试剂
稻谷品种为松-237，购自江西南昌，收获年份为2014年10月，于水分含量小于14%条件下进行稻谷的储藏，经2014年12月垄谷、去除杂物获得糙米于4 ℃避光保存。
绿原酸、咖啡酸、2,4-二羟基苯甲酸、丁香酸标准品、冰乙酸（色谱纯） 上海阿拉丁生化科技股份有限公司；对羟基苯甲酸、对香豆酸、阿魏酸、香草酸、芥子酸、1,1-苯基-2-苦基肼基（1,1-diphenyl-2-picrylhydrazyl，DPPH）、2,4,6-三吡啶基三嗪（2,4,6-tris(2-pyridyl)-s-triazine，TPTZ）标准品 美国Sigma-Aidrich公司；福林酚 上海蓝季科技发展有限公司；大孔吸附树脂（NKA-9、AB-8、S-8、NKA-Ⅱ）南开大学化工厂；D101大孔吸附树脂 安徽三星树脂科技有限公司。其余试剂均为分析纯。
1.2 仪器与设备
AK/QC-058飞鸽牌离心机 上海安亭科学仪器厂；T6新世纪紫外-可见分光光度计 北京普析通用仪器有限公司；FBC1001超纯水机 青岛富勒姆科技有限公司；RE-52C旋转蒸发仪 上海亚荣生化仪器厂；AR224CN电子天平 奥豪斯仪器（上海）有限公司；SHB-Ⅲ循环水式多用真空泵 山东省菏泽市祥龙电子科技有限公司；SHZ-82数显恒温振荡器 江西省金坛市荣化仪器公司；QL-866漩涡混合器 海门市其林贝尔仪器制造有限公司；Sep-Pak Vac 20cc（5 g）C 18固相萃取柱 美国Waters公司；1260 Infinity高效液相色谱（high performance liquid chromatography，HPLC）仪美国安捷伦公司。
1.3 方法
1.3.1 糙米多酚的提取
糙米粉碎后过60 目筛得糙米粉，糙米粉与预冷80%丙酮溶液按1∶4（g/mL）混合浸提24 h。抽滤得滤液，残渣继续用相同方法再提取1 次。合并滤液，在45 ℃条件下旋转蒸发至无丙酮味，定容至一定体积后于－20 ℃贮存备用，此为糙米多酚粗提液。
1.3.2 液液萃取纯化
将5 mL糙米多酚粗提液、20 mL乙酸乙酯依次加入50 mL离心管中，振摇均匀，3 500 r/min条件下离心10 min，收集上层乙酸乙酯部分，残液继续用相同方法再提取2 次，合并3 次提取液，45 ℃条件下减压旋 干后加少量去离子水将其进行超声溶解，转移至10 mL容量瓶中，定容至10 mL，得液液萃取纯化液。
1.3.3 大孔树脂纯化 [16]
1.3.3.1 大孔树脂的筛选
准确称取预处理后的5 种型号树脂（NKA-9、AB-8、S-8、D101、NKA-Ⅱ）各1.0 g分别置于250 mL锥形瓶中，各加入50 mL糙米多酚粗提液，封口后置于25 ℃水浴摇床振荡24 h后测定此时溶液 中糙米多酚总质量浓度，计算吸附量。将吸附后树脂过滤，再各用50 mL 95%乙醇溶液解吸吸附后树脂，振荡解吸24 h得解吸液，解吸液旋干后用去离子水定容至10 mL，测定解吸液中多酚含量，计算解吸量和解吸率。通过吸附量和解吸率筛选出适合纯化糙米多酚粗提液的树脂。
式（1）～（3）中：ρ 0为吸附前糙米多酚粗提液多酚质量浓度/（mg/mL）；ρ 1为吸附后糙米多酚粗提液中剩余多酚质量浓度/（mg/mL）；V 1为糙米多酚粗提液体积/mL；m为树脂干质量/g；ρ 2为解吸液多酚质量浓度/（mg/mL）；V 2为解吸液体积/mL。
1.3.3.2 静态吸附动力学特性测定
准确称取1 g树脂，置于250 mL锥形瓶中，树脂型号由1.3.3.1节实验确定，并向其加入35 mL质量浓度为0.47 mg/mL的糙米多酚粗提液，25 ℃水浴摇床上振荡吸附24 h，绘制静态吸附动力学曲线。
1.3.3.3 洗脱液极性对树脂解吸性能的影响
按1.3.3.1节实验条件进行吸附，吸附完全后，用选定的洗脱液进行洗脱。收集解吸液，测定其多酚含量，计算解吸率，考察洗脱液极性对树脂解吸性能的影响，其中最适方法得到的为大孔树脂纯化液。
1.3.4 固相萃取纯化
C 18小柱用20 mL甲醇冲洗2 次进行活化，再用20 mL超纯水冲洗2 次，此为固相萃取柱的预处理。将不同体积（5、10 mL）的样液加入预处理过的固相萃取柱，然后加入40 mL去离子水除去未吸附杂质，最后用20 mL乙醇洗脱3 次，合并3 次解吸液在45 ℃条件下旋转蒸发至干后用去离子水定容至10 mL得固相萃取纯化液。
1.3.5 多酚回收率及纯度的测定 [17]
于10 mL比色管中加入1 mL去离子水和250 μL纯化液或不同稀释梯度的阿魏酸溶液，加入250 μL Folin-Ciocalteu福林酚试剂反应6 min。然后加入2.5 mL 7%的碳酸钠溶液终止反应，加入去离子水至刻度后混合均匀。于室温条件下避光放置90 min后，在波长760 nm处用紫外分光光度计测定吸光度。以阿魏酸含量与吸光度线性关系作为标准曲线，多酚含量以阿魏酸的质量表示。
分别按式（4）、（5）计算多酚回收率以及多酚纯度。
式中：ρ 1为该纯化方法对应的纯化液多酚质量浓度/（mg/mL）；ρ 0为糙米多酚粗提液多酚质量浓度/（mg/mL）；V 1为该纯化方法对应得到的纯化液液体积/mL；V 0为纯化时所取糙米多酚粗提液体积/mL。
1.3.6 抗氧化性测定
1.3.6.1 DPPH法测定糙米多酚的体外抗氧化活性 [18]
准确称取DPPH 7.9 mg，用95%乙醇溶液溶解，定容于100 mL容量瓶中，得2.0×10 －4mol/L的溶液，避光备用。于比色管中加入3 mL DPPH溶液和1 mL纯化液或1 mL水或1 mL不同稀释梯度的阿魏酸标准溶液，充分摇匀溶液，在背光处静置30 min，用1 mL去离子水和3 mL 95%乙醇溶液调零，于517 nm波长处测定其吸光度。多酚纯化物对DPPH自由基清除率按式（6）计算。
式中：A i为3 mL DPPH溶液＋1 mL纯化液或不同稀释梯度的阿魏酸标准溶液的吸光度；A 0为3 mL DPPH溶液＋1 mL去离子水的吸光度。
以阿魏酸含量与DPPH自由基清除活性线性关系作为标准曲线，纯化液的DPPH自由基清除活性以阿魏酸的物质的量来表示。
1.3.6.2 FRAP法测定糙米多酚的铁还原力 [19]
将NaAc-HAc缓冲液（pH 3.6，300 mmol/L）、10 mmol/L TPTZ（40 mmol/L HCl溶液配制）和12.024 mmol/L FeCl 3溶液按体积比25∶2.5∶2.5配制而成FRAP试剂。取0.5 mL纯化液或不同稀释梯度的阿魏酸，加入2 mL FRAP试剂，混匀后在37 ℃水浴条件下反应10 min，测定593 nm波长处吸光度，用去离子水调零，以阿魏酸含量与吸光度线性关系作为标准曲线，样品多酚的铁还原力以阿魏酸的物质的量来表示。
1.3.7 HPLC检测分析
1.3.7.1 酚酸标品标准曲线绘制
用50%甲醇分别配制15、30、75、120、150 μg/mL 9 种酚酸标准品（对羟基苯甲酸、香草酸、咖啡酸、2,4-二羟基苯甲酸、丁香酸、对香豆酸、阿魏酸、芥子酸、绿原酸），以标准品质量浓度为横坐标，峰面积为纵坐标绘制标准曲线。
1.3.7.2 多酚样品的HPLC检测分析
将糙米多酚粗提液和最优条件所得糙米多酚纯化液于45 ℃旋转蒸发至干，用5 mL 50%甲醇溶液将其溶解备用。
色谱条件：液相色谱柱：C 18（4.6 mm×250 mm，5 μm）；流动相：流动相A（0.1%乙酸）、流动相B（乙腈）；紫外检测波长：280 nm；流动相流速：0.8 mL/min；进样量：20 μL；柱温：30 ℃；线性洗脱程序如表1所示。
表1 HPLC 105 min线性洗脱程序
Table1 HPLC 105-min linear elution program
时间/min流动相B体积分数/%流动相A体积分数/% 0 1090 2 1090 201387 352080 453565 804555 931000 981090 1051090
2.1 不同纯化方法的优化
2.1.1 液液萃取纯化糙米多酚
图1 提取次数对糙米多酚回收率的影响
Fig.1 Effect of extraction number on the extraction effi ciency of phenolics from brown rice
有机溶剂萃取法主要用于分离可溶 性酚类化合物。付晓燕等 [20]得出氯仿、乙酸乙酯和正丁醇这3 种溶液中，乙酸乙酯是分离燕麦多酚最有效的试剂，其总酚回收率能达到60%～70%，Krygier等 [21]也用乙酸乙酯对谷物中的多酚进行纯化，所以本实验用乙酸乙酯进行多酚粗提液的纯化，由图1可知，在用乙酸乙酯提取3 次后多酚的回收率基本稳定，为21.01%，所以采用乙酸乙酯提取3 次对糙米多酚粗提物进行纯化。
2.1.2 大孔树脂静态纯化糙米多酚
2.1.2.1 大孔树脂的筛选从表2可以看出，5种树脂中，吸附量由大到小依次为：S-8＞NKA-Ⅱ＞NKA-9＞D101＞AB-8。但吸附量最高的S-8树脂其解吸率是5种树脂中最低的，NKA-Ⅱ的解吸率最高，吸附率也较高。综合考虑吸附及解吸两方面因素，选择NKA-Ⅱ、D101树脂进行静态动力学实验，并筛选出合适的 解吸溶剂。
表2 5 种树脂对糙米多酚的平衡吸附性质
Table2 Equilibrium adsorbability of phenolics from brown rice by fi ve resins
树脂种类吸附平衡质量浓度/（mg/mL）吸附量/（mg/g）吸附率/%解吸液质量浓度/（mg/mL）解吸率/% S-80.3414.2845.820.7049.34 AB-80.449.3730.050.5558.69 D1010.4011.1935.910.7062.76 NKA-Ⅱ0.3513.3642.871.0175.73 NKA-90.3911.6037.220.6555.87
2.1.2.2 D101、NKA-Ⅱ的静态吸附动力学特性由图2可看出，D101对多酚的吸附为快速平衡型，吸附起始阶段吸附量较大，0.5 h时已经能达到23.21%，但是其吸附不稳定，12 h后其吸附率降为27.72%；NKA-Ⅱ虽然达到吸附平衡的时间较长，但最终吸附率较大，最大吸附率能达到53.44%，所以选用NKA-Ⅱ作为大孔吸附树脂。
图2 D101、NKA-Ⅱ的静态吸附动力学曲线
Fig.2 Static absorption kinetic curves of D101 and NKA-Ⅱ
2.1.2.3 洗脱液极性对树脂解吸性能的影响
表3 NKA-Ⅱ的静态解吸实验（n=3）
Table3 Static desorption capacity of NKA-Ⅱ (n=3) %
洗脱液乙醇70%乙醇溶液丙酮80%丙酮溶液NKA-Ⅱ解吸率82.04±1.6798.63±0.4840.21±1.3975.21±0.85
由表3可看出，解吸率随解吸溶剂极性变化而变化，其中70%乙醇溶液解吸液最高。
2.1.3 固相萃取纯化糙米多酚
固相萃取法是利用固体吸附剂吸附液体样品中的目标物，使目标物与样品的基体和干扰化合物分离，然后再用洗脱液洗脱，达到分离和富集目标物的目的 [22]。由图3可知，5 mL样液比10 mL样液上样解吸后所得的总回收率更高，所以选用5 mL的上样量。洗脱2 次与洗脱3 次回收率无明显变化，所以采用洗脱2 次进行糙米多酚粗提物的纯化。
图3 洗脱次数对糙米多酚回收率的影响
Fig.3 Effect of elution number on the extraction effi ciency of phenolics from brown rice
2.2 不同纯化方法的比较
2.2.1 不同纯化方法对多酚的回收率、抗氧化性比较
液液萃取、大孔树脂和固相萃取纯化其多酚回收率与抗氧化性的测定结果见表4。
表4 3种纯化方法的多酚回收率、抗氧化性、多酚纯度比较
Table4 Phenolics yield, antioxidant activity and polyphenols purity by three purifi cation methods
注：同列不同字母表示差异性显著（P＜0.05）。
方法多酚回收率/%DPPH自由基清除力/（mmol阿魏酸当量/mL样液）铁还原力/（mmol阿魏酸当量/mL样液）多酚纯度/%未纯化粗提液31.78±1.132.33±0.4219.23液液萃取20.51±0.85 c4.51±0.60 c0.66±0.05 c40.72大孔树脂53.45±0.95 b20.82±0.77 b1.73±0.32 b46.84固相萃取87.87±0.40 a28.61±1.25 a2.13±0.85 a78.71
表4表明，不同纯化方法其多酚回收率差异很大，液液萃取法回收率最小为20.51%，大孔树脂法53.45%，固相萃取法回收率最大为87.87%，是最佳纯化方法。乙酸乙酯纯化法多酚回收率最小，可能是由于乙酸乙酯是液液萃取，水溶性多酚由水相转移至有机相的量有限，所以导致其对多酚的回收率并不高。多酚纯度经过乙酸乙酯、大孔树脂和固相萃取纯化后由粗提物的19.23%分别提高到40.72%、46.84%和78.71%。
表5 各纯化物的多酚含量与抗氧化能力之间的线性相关分析
Table5 Linear correlation analysis between phenolics extraction yield and antioxidant activity
注：**.极显著相关（P＜0.01）。
线性相关系数多酚含量DPPH自由基清除能力铁还原力DPPH自由基清除能力0.973**10.994**铁还原力0.960**0.994**1
从表5可以看出，多酚含量与DPPH自由基清除能力、铁还原力之间显著相关（P＜0.01），说明糙米中主要抗氧化物质为多酚。
2.2.2 不同纯化方法对糙米总酚酸的回收率比较
图4 糙米多酚及其纯化物的HPLC图
Fig.4 HPLC of crude and purifi ed phenolics from brown rice
a.固相萃取法；b.大孔树脂法；c.液液萃取法；d.原样液。1.对羟基苯甲酸；2.绿原酸；3.香草酸；4.咖啡酸；5. 2,4-二羟基苯甲酸；6.丁香酸；7.对香豆酸；8.阿魏酸；9.芥子酸。
图4为不同纯化方法的纯化物的HPLC图，依据各酚酸峰面积对其酚酸组分含量进行分析计算，得到各纯化物的总酚酸回收率（表6）。
表6 各纯化物的多酚、总酚酸回收率比较
Table6 Extraction yields of phenolics and phenolic acids by three purifi cation methods
%
注：同列不同字母表示差异性显著（P＜0.05）。
?
比较表6中乙酸乙酯、大孔树脂和固相萃取3 种纯化方法多酚回收率，发现差异很大，分别为20.51%、53.45%、87.87%，但是总酚酸回收率相近，分别为56.84%、67.35%、68.99%。这说明3 种纯化方法对糙米多酚粗提物中非酚酸多酚的提取效率相差很大，从而导致了多酚回收率的差异。
根据HPLC条件，图4中45～75 min的大量未确认物质，可能是非酚酸物质。3 种纯化方法在这段的出峰面积各不相同、差异较大，其出峰面积大小与多酚回收率的数据比较，趋势一致。糙米多酚粗提物中非酚酸物质主要由黄酮、黄酮糖苷等组成，有待后续采用液质联用对其进行进一步的分析鉴定。
文献[23]对2010年前发表的所有糙米多酚含量的数据进行了统计，不同种类糙米多酚的含量范围为24.0～252.4 mg没食子酸当量/100 g谷粉，其中HPLC测得的12 种酚酸的含量为（3.74±2.26）mg/100 g谷粉，总类黄酮含量为30.0～293.0 mg儿茶素当量/100 g谷粉，花青素含量为2.00～3.26 mg矢车菊素当量/100 g谷粉。该文献分析认为造成差异的原因是糙米品种的不同，但文献未说明不同数据的纯化方法。
本实验数据说明针对同种谷物，纯化方法不同将导致其提取物中非酚酸多酚物质回收率差异很大，说明文献报道的不同种类全谷物总类黄酮含量和花青素含量的差异，纯化方法也可能是造成差异的原因之一。
2.2.3 不同纯化方法对糙米各酚酸的回收率比较
图5 糙米各酚酸的回收率
Fig.5 Recoveries of individual phenolic acids from brown rice
根据纯化物各酚酸的HPLC峰面积比较了3 种纯化物中9 种酚酸的回收率，结果见图5。分析数据可知，使用不同纯化方法酚酸回收率往往有显著的差异（P＜0.05），根据总多酚或者总酚酸回收率高低来选择纯化方式，可能得到的是不合适的纯化前处理方法。
例如主要多酚物质阿魏酸在使用液液萃取、大孔树脂和固相萃取3 种纯化方法后多酚回收率分别为93.54%、56.74%和40.35%，具有显著差异性（P＜0.05），对阿魏酸最适合的纯化方法应该为总多酚回收率最低的液液萃取法。每种酚酸都有最适纯化方法，应该依据酚酸的回收率大小来选择最适纯化方法。表7为各酚酸的最适纯化方法及相应回收率。
表7 各酚酸的适宜纯化方法及相应回收率
Table7 Comparison of purifi cation and recovery of individual phenolic acids by two different purifi cation methods
%
适宜纯化方法芥子酸阿魏酸（液液萃取法）对香豆酸2,4-二羟基苯甲酸固相萃取法大孔树脂法大孔树脂法液液萃取法液液萃取法大孔树脂法固相萃取法回收率97.3897.2493.5486.3693.1493.2593.2195.68适宜纯化方法咖啡酸香草酸（固相萃取法）绿原酸对羟基苯甲酸（大孔树脂法）丁香酸（固相萃取法）固相萃取法液液萃取法液液萃取法大孔树脂法固相萃取法回收率96.3198.3075.6896.2794.5195.2182.8349.52
3 种纯化方法的多酚回收率和抗氧化性有显著差异（P＜0.05），总酚酸回收率则相近。其中液液萃取、大孔树脂和固相萃取3 种纯化方法的多酚回收率分别为20.51%、53.45%、87.87%，且多酚含量与DPPH自由基清除能力、铁还原能力之间显著相关（P＜0.01），说明粳米糙米中主要抗氧化物质为多酚；而3 种方法的总酚酸回收率相近，分别为56.84%、67.35%、68.99%。
大量文献针对不同品种糙米多酚含量进行了分析比较，目前国内外对造成不同种类糙米多酚含量差异的原因，基本归结为糙米品种的不同，针对纯化方法导致糙米多酚含量差异的研究未见报道。本实验数据说明针对同种谷物，纯化方法不同往往导致其提取物中非酚酸多酚物质回收率差异较大，是造成多酚含量差异的重要原因之一。
虽然3 种提取方法总酚酸回收率相近，但是通过比较3 种纯化物中9 种酚酸的回收率数据，发现不同纯化方法酚酸回收率往往有显著的差异（P＜0.05）。在针对某种具体的酚酸种类进行最适纯化方法选择时，根据总多酚或者总酚酸回收率高低来选择纯化方式，可能得到的是不合适的纯化前处理方法。每种酚酸都有相应的最适纯化方法，依据纯化的目标物回收率来进行纯化方法的筛选，能够大大减少目标物的损失。
参考文献：
[1] LIU R H. Whole grain phytochemicals and health[J]. Journal of Cereal Science, 2007, 46(3): 207-219.
[2] MASSARETTO I L, ALVES M F M, de MIRA N V M, et al. Phenolic compounds in raw and cooked rice (Oryza sativa L.) and their inhibitory effect on the activity of angiotensin Ⅰ-converting enzyme[J]. Journal of Cereal Science, 2011, 54(2): 236-240.
[3] PHETPORNPAISAN P, TIPPAYAWAT P, JAY M, et al. A local Thai cultivar glutinous black rice bran: a source of functional compounds in immunomodulation, cell viability and collagen synthesis, and matrix metalloproteinase-2 and-9 inhibition[J]. Journal of Functional Foods, 2014, 7: 650-661.
[4] DAHER S, GÜ LAÇ AR F O. Analysis of phenolic and other aromatic compounds in honeys by solid-phase microextraction followed by gas chromatography−mass spectrometry[J]. Journal of Agricultural and Food Chemistry, 2008, 56(14): 5775-5780.
[5] NACZK M, SHAHIDI F. Extraction and analysis of phenolics in food[J]. Journal of Chromatography A, 2004, 1054(1): 95-111.
[6] 吴国宏, 熊何健. 荔枝叶中多酚类物质的提取制备[J]. 食品科学, 2007, 28(6): 131-135.
[7] 蒲博, 李兵, 杨舒慧, 等. 石榴皮多酚分离纯化及对脂肪酸合成酶抑制作用的研究[J]. 食品科学, 2014, 35(17): 99-103. doi: 10.7506/ spkx1002-6630-201417020.
[8] 刘荣, 何娇, 王振宇. 大孔树脂对樟子松树皮多酚的纯化工艺的研究[J]. 食品工业科技, 2013, 34(11): 201-205.
[9] 侯方丽, 张名位, 苏东晓, 等. 黑米皮花色苷的大孔树脂吸附纯化研究[J]. 华南师范大学学报: 自然科学版, 2009(1): 100-104.
[10] 王雅. 沙枣果实可食部分活性物质提取及抗氧化, 抗肿瘤作用研究[D].杨凌: 西北农林科技大学, 2012.
[11] 张名位, 郭宝江, 池建伟, 等. 黑米皮抗氧化活性物质的提取与分离工艺研究[J]. 农业工程学报, 2005, 21(6): 135-139.
[12] 苏东晓. 荔枝果肉多酚的分离鉴定及其调节脂质代谢作用机制[D].武汉: 华中农业大学, 2014.
[13] 王振宇, 刘春平. 大孔树脂AB-8对苹果多酚的分离纯化[J]. 食品研究与开发, 2009, 30(4): 21-24.
[14] LIBERATORE L, PROCIDA G, D’ALESSANDRO N, et al. Solid-phase extraction and gas chromatographic analysis of phenolic compounds in virgin olive oil[J]. Food Chemistry, 2001, 73(1): 119-124.
[15] TIAN S, NAKAMURA K, CUI T, et al. High-performance liquid chromatographic determination of phenolic compounds in rice[J]. Journal of Chromatography A, 2005, 1063(1): 121-128.
[16] 刘清, 李虎虎, 姚惠源, 等. 大孔吸附树脂分离富集大麦多酚的研究[J].食品科学, 2008, 28(11): 98-102.
[17] SINGLETON V L, ORTHOFER R, LAMUELA-RAVENTOS R M. Analysis of total phenols and other oxidation substrates and antioxidants by means of Folin-Ciocalteu reagent[J]. Methods in Enzymology, 1999, 299(14): 152-178.
[18] SHIMADA K, FUJIKAWA K, YAHARA K, et al. Antioxidative properties of xanthan on the antioxidantion of soybean oil in cyclodextrin emulsion[J]. Journal of Agricultural and Food Chemistry, 1992, 40(6): 945-948.
[19] HUANG X, TU Z, JIANG Y, et al. Dynamic high pressure microfluidization-assisted extraction and antioxidant activities of lentinan[J]. International Journal of Biological Macromolecules, 2012, 51(5): 926-932.
[20] 付晓燕, 隋勇, 谢笔钧, 等. 燕麦多酚纯化、发芽燕麦不同组分的多酚分布及抗氧化活性[J]. 食品工业科技, 2014, 35(8): 83-87.
[21] KRYGIER K, SOSULSKI F, HOGGE L. Free, esterified, and insoluble-bound phenolic-acids.1. extraction and purification procedure[J]. Journal of Agricultural and Food Chemistry, 1982, 30(2): 330-334.
[22] 李存法, 何金环. 固相萃取技术及其应用[J]. 天中学刊, 2005, 20(5): 13-16.
[23] GOUFO P, TRINDADE H. Rice antioxidants: phenolic acids, fl avonoids, anthocyanins, proanthocyanidins, tocopherols, tocotrienols, γ-oryzanol, and phytic acid[J]. Food Science and Nutrition, 2014, 2(2): 75-104.
A Comparative Study of Three Purifi cation Methods for Phenolics from Brown Rice
LUO Shunjing, ZHANG Meimei, GONG Ersheng, LIU Chengmei*, GENG Qin, ZENG Zicong, MA Ye
(State Key Laboratory of Food Science and Technology, Nanchang University, Nanchang 330047, China)
Abstract：The phenolics in brown rice were purified with liquid extraction, macroporous resin method and solid phase extraction method, respectively. The recovery of polyphenol and antioxidant activity were studied. The recoveries of total phenolic acids and nine individual compounds were analyzed by HPLC. The recoveries of polyphenols purifi ed with the above purifi cation methods were 20.51%, 53.45% and 87.87%, respectively, whereas the recoveries of total phenolic acids with the three purifi cation methods were 56.84%, 67.35% and 68.99%, respectively. The purity of polyphenols from brown rice was increased from 19.23% to 40.72%, 46.84% and 78.71%, respectively. Polyphenol content displayed significant correlations with 1,1-diphenyl-2-picrylhydrazyl (DPPH) radical scavenging ability and ferric reducing ability of plasma (FRAP) (P ＜ 0.01). Except for the rice varieties, the purification methods resulted in a large difference in the phenolic content by infl uencing the recovery of non-phenolic acid polyphenols. The purifi cation methods had a signifi cant infl uence on the recovery of phenolic acids. Thus, the appropriate method should be chosen by recovery of the targets but not by the recovery of total polyphenols or total phenolic acids.
Key words：brown rice; polyphenol; purifi cation; high performance liquid chromatography (HPLC)
中图分类号：TS201.1
文献标志码：A
文章编号：1002-6630（2015）20-0157-06
doi：10.7506/spkx1002-6630-201520030
收稿日期：2015-06-01
基金项目：江西省赣鄱英才555工程领军人才项目（18000007）；南昌大学食品科学与技术国家重点实验室目标导向项目（SKLF-ZZA-201304）
作者简介：罗舜菁（1969—），女，副教授，硕士，研究方向为现代高新技术与食品加工工程。E-mail：luoshunjing@aliyun.com
*通信作者：刘成梅（1963—），男，教授，博士，研究方向为食物资源利用与开发。E-mail：liuchengmei@aliyun.com