铁蛋白-原花青素的相互作用及原花青素稳定性

周中凯1,2,徐晶晶1,刘玉茜1,杨 瑞1,2,*
(1.教育部食品营养与安全重点实验室,天津科技大学食品工程与生物技术学院,天津 300457;2.天津科技大学新农村发展研究院,天津 300457)

摘 要:原花青素是一种来源广泛的黄酮类生物活性物质,但因其在潮湿、阳光或高温条件下的不稳定性,影响其在食品、医药和保健品行业的应用。以分离纯化的脱铁红小豆铁蛋白(apoferritin,AFt)和葡萄籽原花青素(proanthocyanidins,PCs)为原料,制备铁蛋白-原花青素复合物(AFt-PCs),利用荧光光谱、圆二色谱、透射电子显微镜等方法研究PCs与AFt的相互作用,同时比较复合物中PCs和游离PCs在不同光照和不同温度处理条件下的稳定性。结果发现,PCs与AFt相互作用能够导致AFt内源荧光猝灭,通过模型拟合获得结合比例为PCs与Aft质量比0.07∶1,结合常数K为(2.03±0.08)×104L/mol。PCs对AFt的二级结构影响并不显著,但透射电子显微镜结果表明,AFt受PCs诱导呈现出一定的聚集态。同时,AFt-PCs复合物中的PCs在光照和热处理条件下的稳定性都比游离PCs有显著提高。该研究为探索食品中多组分相互作用以及提高PCs稳定性提供了一种新的途径。

关键词:原花青素;铁蛋白;稳定性

原花青素由黄烷-3-醇或黄烷-3,4-二醇聚合而成,可从多种植物如葡萄、苹果、山楂、花旗松等提取获得,是一种来源广泛的黄酮类生物活性物质[1],是迄今为止发现的最好的天然抗氧化物质之一[2],其清除自由基能力是VE的50 倍、VC的20 倍。因为原花青素具备较好的抗氧化、清除自由基和增强免疫功能等能力,常用于调节血脂、改善微循环、抗肿瘤和调节血糖等方面[3-4]。随着我国老龄化、三高、患肿瘤以及糖尿病的人口逐年增多,原花青素可以有效地促进这类人群的健康。近几年,因其广泛的来源性、高效的生物利用率以及低生物毒性,已被广泛应用于食品、医药和保健品[5]。但是,原花青素易被氧化,在潮湿、阳光或高温条件下的不稳定性导致其在食品应用及医药行业上的生物利用率较低[6],提高其稳定性是解决其投入应用的关键问题。

利用食品天然组分,如多糖、蛋白等,复配食源活性小分子构建复合物是解决多酚类物质稳定性的良好途径[7]。蛋白质作为两性大分子物质,其广泛存在与动物、植物、微生物体内,其表面大量的氨基酸分布、电荷性质和复杂的空间构象,为构建蛋白-多酚复合物提供了结构基础。铁蛋白(ferritin)是一类广泛存在于生命体内的铁贮存蛋白[8],由24 个亚基组成中空球状分子,内外直径分别为8 nm和12 nm,每个铁蛋白空腔内最多可以贮存4 500 个铁原子[9]。研究表明铁蛋白本身是一个无毒且生物可利用的天然补铁制剂[10],其能够调控铁离子的出入使铁蛋白具有储存铁的功能,同时具有重要的解毒作用,其在食品、药品、保健品应用方面具有广泛的应用前景。并且铁蛋白水溶性良好,其脱铁产物形成一个规则的12 nm结构,其表面分布的12 个二重轴通道、8 个三重轴通道和6 个四重轴通道也为其他分子进出铁蛋白提供了通道(图1)。

图1 AFt结构图
Fig. 1 Structure of AFt

目前利用铁蛋白直接与食源小分子物质相互作用,并改善小分子物质特性的研究较少,是值得深入研究的课题。本实验利用脱铁红小豆铁蛋白(apoferritin,AFt)为原料,利用荧光光谱、圆二色谱、透射电子显微镜等方法研究AFt与葡萄籽原花青素(proanthocyanidins,PCs)相互作用,分析该相互作用对铁蛋白结构及原花青素的稳定性和抗氧化性质产生的影响。该研究对进一步认识食品多组分相互作用,探究多酚类化合物稳态化方法提供了新的尝试。

1 材料与方法

1.1 材料与试剂

红小豆 天津滨海新区乐购超市;Sephacry-S300聚丙烯酰胺葡聚糖凝胶 美国GE公司。

原花青素(纯度>95%) 天津尖峰天然产物有限公司;十二烷基硫酸钠(sodium dodecyl sulfate,SDS)、蛋白质Marker(分子质量14.4~97.4 kD) 北京索来宝生物科技有限公司;1,1-二苯基-2-三硝基苯肼(1,1-diphenyl-2-picrylhydrazyl,DPPH) 美国Sigma Aldrich公司;其他试剂均为分析纯。

1.2 仪器与设备

TGL-16A高速冷冻离心机 长沙平凡仪器仪表有限公司;层析实验冷柜、微量移液器、超滤装置、超滤膜、LE438酸度计 美国Mettler Toledo公司;VE180电泳槽 天能公司;S-5500透射电子显微镜 日本Hitachi公司;Cary Eclipse荧光分光光度计 美国安捷伦公司;PiStar-180圆二色光谱仪 美国Olis公司。

1.3 方法

1.3.1 AFt的制备与纯化

1.3.1.1 AFt的制备

将500 g红小豆放入4 ℃蒸馏水中浸泡过夜,去皮,加入3 倍体积的提取液(50 mmol/L Tris-HCl,pH 8.5,1%聚乙烯吡咯烷酮),用内切式匀浆机匀浆2 min,100 目滤网过滤。收集滤液10 000×g离心15 min,取上清液。向上清液中加入终质量分数为5%的硫酸铵晶体后静置过夜,4 ℃、12 000×g离心30 min。随后加入终质量分数为10%的硫酸铵,静置过夜,4 ℃ 12000×g离心30 min,收集沉淀。将沉淀中加入1.5 倍体积上清液冲洗沉淀中的淀粉和核糖体,并12 000×g离心5 min,弃上清液,重复2 次直至只有褐色沉淀。将沉淀溶于5 倍体积蒸馏水中,12 000×g离心5 min,收集上清液。用蒸馏水溶解沉淀并重复2 次,12 000×g离心5 min,收集且合并上清液。将上清液放在平衡缓冲液(50 mmol/L Tris-HCl,pH 8.5)中透析过夜[11]

将粗蛋白进行凝胶柱过滤纯化。样品上样前均需过0.22 μm滤膜待用。将50 mmol/L Tris-HCl(pH 8.5,0.15 mol/L NaCl)缓冲液平衡Sephacryl S-300聚丙烯酰胺-葡聚糖凝胶柱,待凝胶柱平衡后上样,流速设置为0.5 mL/min,并以5 mL/管的速率分部收集样品,并检测铁蛋白纯度和浓度[12]。最后对蛋白脱铁处理,制备AFt溶液[13]

1.3.1.2 聚丙烯酰胺凝胶电泳

参照Laemmli[14]方法,进行SDS-聚丙烯酰胺凝胶电泳(polyacrylamide gel electrophoresis,PAGE)来检验分离纯化后的AFt纯度和分子质量。

1.3.2 AFt-PCs复合物的制备

准确配制10 mg/mL PCs母液和1.0 μmol/L AFt溶液。将不同体积的PCs加入到含有1 mL AFt溶液的离心管中制成不同质量比(0.01∶1、0.02∶1、0.03∶1、0.04∶1、0.05∶1、0.06∶1、0.07∶1、0.08∶1、0.09∶1、0.10∶1)的复合物,混匀10 min后,于4 ℃条件下静置2 h后待用。

1.3.3 荧光光谱分析

在10 支2 mL的比色管中,分别加入PCs溶液使其与AFt质量比分别为0.01∶1、0.02∶1、0.03∶1、0.04∶1、0.05∶1、0.06∶1、0.07∶1、0.08∶1、0.09∶1、0.10∶1,随后将上述混合液在25 ℃进行荧光光谱扫描,获取不同质量浓度条件下的荧光发射谱图。荧光光谱仪设定条件如下:激发波长280 nm,激发狭缝5 nm,发射狭缝10 nm,扫描发射光谱的波长范围290~500 nm。每个样品进行3 次平行实验,数据结果取平均值。同时,根据公式(1)互作模型[15-16]计算PCs与AFt的结合常数和结合力强度。

式中:n是结合位点数;K是结合常数;[P]0和[PCs15]0分别是AFt的浓度/(μmol/L)、PCs的浓度/(μmol/L);I0和I分别是AFt和PCs诱导的蛋白荧光强度不再发生显著变化时的相对荧光强度。

1.3.4 圆二色谱分析

分别取相同浓度的1.0 μmol/L AFt和AFt-PCs(质量比1∶0.07)溶液进行圆二色谱分析,反应条件为25 ℃,采集波长为190~260 nm,每个实验重复3 次。石英比色皿光径长度为1 mm,扫描速率为50 nm/min。椭圆率以θ值表示,单位为(deg·cm2)/dmol,并使用网络程序K2D(http∶// www.bork.embl.de/~andrade/k2d/)计算蛋白二级结构组成。

1.3.5 透射电子显微镜观测

透射电子显微镜制样按照Douglas等[17]所述方法。将碳膜包被的铜网放置在干净的封口膜上,用吸管将制备好的样品滴加在铜网上,静置10 min。随后用滤纸吸掉铜网上的样品,待样品干燥后,在铜网上滴加2%的醋酸铀染液5 μL,并静置染色5 min。用滤纸吸掉多余的染液,待样品晾干后进行透射电子显微镜观测。

1.3.6 动态散射光实验

参照Li Chaorui等[18]报道的方法,利用动态光散射仪记录AFt分子布朗运动的自相关函数计算平移扩散系数,并通过Stokes-Einstein方程算出AFt分子及其复合物的流体力学半径RH及尺寸分布。

1.3.7 稳定性测定

1.3.7.1 PCs含量的测定

参考保健品原料中PCs含量的检测方法[19]。6 mL样品置于具塞试管中,再加入0.2 mL硫酸铁铵溶液和1 mL试样溶液,混匀,置沸水浴回流,加热40 min后,立即置冰水中冷却,在加入完毕15 min后,于546 nm波长处测吸光度。

1.3.7.2 热处理条件下的稳定性

量取10 mL AFt-PCs复合物溶液(PCs与AFt质量比0.07∶1)放置于4 ℃度冰箱,37 ℃的水浴锅内孵育120 min,游离的PCs溶液作为对照组。平均每4 h采集一次样品(0.4 mL),对其进行PCs含量测定。以不同时间下残留的PCs百分数作为稳定性判定标准。每个样品进行3 次平行实验,数据结果取平均值。

1.3.7.3 光照条件下的稳定性

量取10 mL AFt-PCs复合物溶液(PCs与AFt质量比0.07∶1)放置于距离紫外灯(20 W,波长为254 nm)30 cm处或室内自然光下进行照射处理120 min,游离的PCs溶液作为对照组。平均每4 h采集一次样品(0.4 mL),对其进行PCs含量测定。以不同时间下残留的PCs百分数作为稳定性判定标准。每个样品进行3 次平行实验,数据结果取平均值。

1.3.8 DPPH法测定抗氧化活性

参考Lu Yinrong等[20]报道的方法,稍作修改。用Tris-HCl溶液将AFt-PCs(PCs与AFt质量比0.07∶1)和PCs溶液分别稀释成0.02、0.04、0.06 mg/mL三个不同质量浓度。取0.1 mL样品,混合10 mL质量浓度为0.03 g/L的DPPH溶液中,静置10 min,在最大吸收波长517 nm波长处测其吸光度(A1),以不加样品的DPPH为空白对照(A0)。最后根据公式(2)计算DPPH自由基的清除率。

1.4 统计学分析

采用SSPS 11.5软件进行数据统计。样品抗氧化能力分析均做3 次平行实验,测量结果以±s表示,实验数据采用ANOVA进行邓肯氏(Duncan)差异分析,以P<0.05为显著性差异。

2 结果与分析

2.1 AFt的制备

将纯化后的AFt通过SDS-PAGE确定其亚基分子质量,结果如图2所示。SDS-PAGE图表明AFt由分子质量约为28.0 kD的单一亚基组成,与文献[21]报道一致。因此,纯化后的AFt符合实验要求。

图2 AFt纯化后电泳图
Fig. 2 SDS-PAGE analysis of purified AFt

2.2 PCs对AFt结构性质的影响

荧光光谱法是研究小分子-蛋白质大分子相互作用的重要手段,通过测定相互作用过程中蛋白分子中荧光生色团荧光强度的变化,并辅以荧光猝灭模型,进而推测蛋白质与小分子的结合状况或者蛋白分子结构变化等信息。本实验利用荧光光谱分析了不同质量浓度PCs添加后引起的AFt荧光强度的变化,结果如图3所示。AFt中的色氨酸和酪氨酸均有荧光产生,其中色氨酸的发射波长在330 nm左右,酪氨酸的发射波长304 nm左右。当290 nm激发时,AFt发射光波长的最大发射峰在330nm附近,表现为色氨酸的特征发射曲线[22]。随着PCs添加比例的提高,AFt分子的内源荧光光谱强度在330 nm波长处发生了明显降低(图3A),表明PCs的添加使AFt侧链上的色氨酸微环境发生改变,二者产生了显著的相互作用。

图3 在AFt溶液中加入不同质量浓度PCs的荧光光谱图(A)和荧光光谱拟合曲线(B)
Fig. 3 Fluorescence intensity of AFt treated with different concentrations of PCs (A) and fitting curve of fluorescence intensity (B)

另外,通过分析AFt猝灭曲线发现,其荧光强度数值符合已报道的荧光猝灭模型[15-16],通过公示(1)方程拟合,计算得到结合位点数n=0.07,结合常数K=(2.03±0.08)×104L/mol。该结果表明,约有0.07∶1质量比的PCs结合于AFt上,后续实验均以该比例(PCs与AFt质量比0.07∶1)条件获取AFt-PCs复合物进行研究。另外,结合常数K=(2.03±0.08)×104L/mol表明PCs与AFt的作用力主要为氢键和范德华力,以弱键作用为主[16]。由于这种相互作用的存在可能导致AFt的分子构象或结构发生一定改变,因此本实验进一步利用圆二色谱和透射电子显微镜进行其相互作用研究。

2.3 PCs对AFt二级结构的影响

图4 AFt和AFt-PCs圆二色光谱图(A)和二级结构相对含量(B)
Fig. 4 CD spectra of AFt and AFt-PCs (A) and estimated secondary structural fractions of AFt and AFt-PCs (B)

圆二色光谱是应用最为广泛的测定蛋白质二级结构的方法,是研究稀溶液中蛋白质构象的一种快速、简单、较准确的方法。实验进一步对0.07∶1(m/m)比例条件下的AFt-PCs复合物结构进行分析,结果如图4A所示。AFt在208 nm和222 nm远紫外区的圆二色谱有两个负峰,与之前报道的一致[23]。同时,AFt-PCs复合物在208 nm和222 nm波长处吸收强度相对于AFt有轻微上升,但是没有发生峰偏移。表明AFt中的α-螺旋相对含量有轻微增加,但蛋白的二级结构并没有明显变化[24]。图4B表示了AFt中不同二级结构的相对含量,α-螺旋、β-折叠和无规卷曲相对含量依次为(38.2±0.4)%、(28.2±0.2)%、(34.3±0.3)%,而经过PCs处理的复合物的α-螺旋、β-折叠和无规卷曲相对含量依次为(38.9±0.2)%、(28.3±0.4)%、(33.5±0.3)%,并没有显著性差异,因此PCs并不会明显影响或改变AFt的二级结构。

2.4 AFt-PCs的TEM形态及尺寸变化

图5 AFt、AFt-PCs透射电子显微镜图(A)和AFt、AFt-PCs的动态散射光强度分布曲线(B)
Fig. 5 TEM of AFt and AFt-PCs (A) and relative scattered light intensity distribution curves for 0.56 mg/mL AFt and AFt-PCs (B)

复合物的电子显微镜形态如图5A所示,AFt呈现出规则的球形,其尺寸为12 nm左右,与文献[25]报道一致。不同的是,AFt-PCs复合物(PCs与AFt质量比0.07∶1)呈现出明显的聚集现象(图5A2),表明AFt在一定量PCs处理后其形态发生了变化,推测该作用是由于PCs附着于AFt表面引起的。该现象可能是由于多酚类通过静电、疏水、氢键等作用力与蛋白表面相结合导致的,而且这种结合往往会引起蛋白结构和构象上的变化[26]

动态光散射技术可以测量溶液中颗粒物质(如大分子蛋白质)的粒径大小,其粒径的大小变化可以直接反映蛋白分子的相互作用和尺寸变化。如图5B所示,在未加入PCs时,AFt体系中蛋白水合半径(RH)为7.3 nm,与文献[27]报道结果一致。当加入PCs的比例为0.07∶1(m/m)时,复合物的尺寸显著增加,并且出现了大量的RH=23.6 nm的聚集体。该结果与透射电子显微镜观察结果一致,说明氢键和范德华力引起的PCs和AFt的相互作用,具有明显的诱导AFt聚合现象,与文献[23]报道结果一致,该作用主要表现为AFt分子间的聚合作用,对AFt的二级结构并没有显著影响。

2.5 复合物中PCs与游离PCs的稳定性

图6 AFt-PCs复合物与PCs随时间变化曲线
Fig. 6 Stability kinetics of PCs and AFt-PCs under sunlight and UV light

实验对AFt-PCs复合物中PCs稳定性进行了评价。分别测定了复合物AFt-PCs(PCs与AFt质量比0.07∶1)中PCs和对照组游离PCs在4、25 ℃和50 ℃条件下的稳定性,结果如图6A、B和C所示。在4 ℃条件下,随着时间的延长,游离的PCs和AFt-PCs中PCs相对含量变化无显著差异(P>0.05)。在25 ℃条件下,120 h内游离的PCs相对含量下降了40.5%,而AFt-PCs中PCs相对含量下降了21.2%,表明AFt明显抑制了PCs的降解。在50 ℃作用条件下,120 h内游离的PCs相对含量下降了72.3%,而AFt-PCs中PCs相对含量下降了39.3%,说明随着温度的升高游离的PCs降解率进一步增大,但AFt-PCs中PCs降解率明显降低(P<0.05)。Shpigelman等[28]发现β-乳球蛋白经过热处理后,结构会进一步展开,使得内部的疏水区域更多的暴露出来,从而使表没食子儿茶素没食子酸酯(epigallocatechin gallate,EGCG)与该疏水区域相结合,形成的疏水作用力和氢键引起了蛋白质聚集态的产生,而且蛋白质基团间的静电作用使这些聚集态结构稳定,从而对EGCG进行了保护。在本实验中,AFt-PCs中PCs热稳定性相比游离PCs显著提高,该原因可能是因为高温处理使AFt的疏水区域更多地暴露出来,PCs与蛋白质疏水基团的集合使得结合的PCs更稳定。

实验测定了AFt-PCs(PCs与AFt质量比0.07∶1)中PCs和PCs在一定紫外光和自然光照射下的稳定性,结果如图6D、E所示。在自然光照射条件下,120 h内游离的PCs相对含量下降了42.6%,而AFt-PCs中PCs相对含量下降了22.1%,AFt对PCs产生了明显的保护作用。在紫外光照射条件下,120 h内游离的PCs相对含量下降了52.6%,而AFt-PCs中PCs相对含量下降了29.4%。该结果表明在光照射条件下,AFt-PCs中PCs比游离的PCs相对更为稳定,而且相对于自然光照射条件下,在紫外光照射条件下游离的PCs损失率比AFt-PCs中PCs损失率有显著提高(P<0.05)。Liang Li等[29]研究发现牛血清白蛋白、α-乳球蛋白和β-乳球蛋白与叶酸形成的复合物能够降低叶酸在紫外照射下的降解率。其原因是蛋白与叶酸形成的复合物在同样的条件展开从而导致蛋白的降解率提高,最终间接抑制了叶酸的光解。在该实验中,AFt对PCs有显著的保护作用,光照处理导致铁蛋白结构展开可能引起了AFt本身的降解,使得PCs的降解速率降低。

2.6 复合物和游离PCs抗氧化性比较

图7 PCs和AFt-PCs清除DPPH自由基的能力
Fig. 7 Antioxidant activities of PCs and AFt-PCs as evaluated by
DPPH radical scavenging method at different concentrations

采用DPPH法分别测定了不同质量浓度的AFt-PCs(PCs与AFt质量比0.07∶1)复合物中PCs和游离PCs的抗氧化性,结果如图7所示。0.02~0.06 mg/mL范围内AFt-PCs中PCs的抗氧化性都低于PCs,而且差异性显著(P<0.05)。说明AFt-PCs的形成降低了PCs的抗氧化性。许多研究表明—OH基团可以增强或减弱抗氧化剂对自由基的反应活性,氢键是增强还是减弱抗氧化剂清除自由基的能力取决于从反应物到中间过渡态时氢键带来的稳定性是增强还是减弱[30]。因此复合物中PCs抗氧化活性降低的原因可能是PCs是通过氢键与AFt相互作用,而且在过渡态的时候氢键带来的稳定性是减弱的,所以导致AFt-PCs中PCs的抗氧化性降低。另外,蛋白质的空间阻隔效应能引起部分PCs被蛋白质遮蔽或包埋,该原因也可能导致原花青素的抗氧化活性降低。

3 结 论

本实验以分离纯化后的AFt和PCs为原料,制成复合物,通过荧光光谱、透射电子显微镜、圆二色谱等方法研究了PCs对AFt结构的影响,同时比较了复合物和游离PCs的热稳定性和抗氧化性。研究表明PCs与AFt相互作用导致AFt产生显著荧光猝灭,同时产生一定量聚集态,导致AFt尺寸变大。复合物中PCs在紫外光、自然光和高温处理条件下稳定性都比游离PCs有显著提高,同时,AFt-PCs复合物中PCs的抗氧化活性降低。食品是一个复杂的多组分体系,研究多组分之间的作用有助于探明其影响的结构、功能、活性,具有一定的理论和实际意义。因此,该研究通过AFt与PCs复配制成复合物,为更好地解决PCs稳定性提供一种途径。

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Interaction between Apoferritin and Proanthocyanidins and Stability of Their Complex

ZHOU Zhongkai1,2, XU Jingjing1, LIU Yuqian1, YANG Rui1,2,*
(1. Key Laboratory of Food Nutrition and Safety, Ministry of Education, College of Food Engineering and Biotechnology, Tianjin University of Science and Technology, Tianjin 300457, China; 2. Institute for New Rural Development, Tianjin University of Science and Technology, Tianjin 300457, China)

Abstract:Proanthocyanidins (PCs) are a broad superfamily of bioactive substances, which belong to a class of flavonoids. However, because of their instability against wet, sunlight or high temperature, their application in food, medicine, and health products is restricted. In this paper, purified apoferritin (AFt) and PCs were prepared and used to prepare apoferritinproanthocyanidins complex (AFt-PCs). The interaction of AFt with PCs was studied by using fluorescence spectroscopy, circular dichroism (CD) spectroscopy, and transmission electron microscopy (TEM). Meanwhile, the stability of free PCs and PCs in AFt-PCs under different conditions of light and temperature was compared. It was found that PCs significantly quenched the fluorescence of AFt, and the binding number n of PCs to AFt through the model fitting was 0.07:1 (PCs/AFt, m/m), with an apparent binding constant K of (2.03 ± 0.08) ×104L/mol. PCs did not change the secondary structure of AFt to a significant extent. TEM results exhibited a certain degree of polymerization of Aft by the induction of PCs. In addition, the stability of PCs in AFt-PCs against light and temperature was higher than that of free PCs. This work provided a method to explore the multicomponent interaction in food and to improve the stability of PCs.

Key words:proanthocyanidins; ferritin; stability

DOI:10.7506/spkx1002-6630-201713006

中图分类号:TS201.2

文献标志码:A

文章编号:1002-6630(2017)13-0034-07

引文格式:

周中凯, 徐晶晶, 刘玉茜, 等. 铁蛋白-原花青素的相互作用及原花青素稳定性[J]. 食品科学, 2017, 38(13): 34-40. DOI:10.7506/spkx1002-6630-201713006. http://www.spkx.net.cn

ZHOU Zhongkai, XU Jingjing, LIU Yuqian, et al. Interaction between apoferritin and proanthocyanidins and stability of their complex[J]. Food Science, 2017, 38(13): 34-40. (in Chinese with English abstract)

DOI:10.7506/spkx1002-6630-201713006. http://www.spkx.net.cn

收稿日期:2016-05-23

基金项目:天津市自然科学基金青年项目(16JCQNJC14500);国家自然科学基金青年科学基金项目(31501489);国家自然科学基金面上项目(31471701)

作者简介:周中凯(1964—),男,教授,博士,研究方向为谷物的营养与功能。E-mail:zkzhou@tust.edu.cn

*通信作者:杨瑞(1987—),男,讲师,博士,研究方向为食品功能蛋白质的结构与功能。E-mail:yangrui@tust.edu.cn