响应面法优化柠檬酸胁迫藜麦富集γ-氨基丁酸的培养条件及体外降血压活性研究

郭晓蒙1,赵富士1,冶晓惠1,马挺军1,2,*

(1.北京农学院食品科学与工程学院,北京 102206;2.农业生物制品与种业中关村开放实验室,北京 100190)

摘 要:为优化柠檬酸胁迫藜麦富集γ-氨基丁酸(γ-aminobutyric acid,GABA)的最优培养条件,采用超声波提取,高效液相色谱法检测,在单因素试验的基础上,利用响应面法优化柠檬酸溶液浓度、培养温度以及培养时间对发芽藜麦中GABA含量的影响。结果表明:发芽藜麦在柠檬酸胁迫下富集GABA的最佳培养条件为柠檬酸溶液浓度2.00 mmol/L、培养温度25 ℃、培养时间48 h,在此培养条件下发芽藜麦中GABA含量为1.538 mg/g,是藜麦种子中GABA含量的3.8 倍。体外降血压实验结果表明:柠檬酸胁迫藜麦发芽后血管紧张素转换酶抑制率为63%,分别是用去离子水发芽的藜麦和藜麦种子的1.3 倍和1.9 倍,即柠檬酸胁迫藜麦发芽后可以提高其降血压活性。研究结果为藜麦的进一步研究提供了一定的理论依据。

关键词:藜麦;发芽;柠檬酸胁迫;γ-氨基丁酸;响应面优化

藜麦(Chenopodium quinoa),又名昆诺阿藜、南美藜等,是一年生的藜科草本植物。原产于南美洲安第斯山区,是印加土著居民的传统食物,距今有7 000多年的种植历史,原产地多为海拔3 000~4 800 m的高原地区,具有抗寒抗旱等特性[1-2]。藜麦蛋白质中赖氨酸含量高达5.1%~6.4%[3];脂肪含量为50~72 mg/g,其中甘油三酯占50%以上[4];藜麦还富含Mn、Fe、Mg、Ca等矿物质,其含量比大宗作物中矿物质含量高[5];藜麦中含有VB1、VB2、VC等维生素,每100 g藜麦中VB1和VB2的含量均能满足儿童每日所需量的80%左右[6]。同时,藜麦富含多种生物活性物质,如黄酮、酚酸、皂苷等,其中黄酮含量一般在36.2~144.3 mg/100 g,并且Hirose等[7]利用高效液相色谱法分析了4 种藜麦中的黄酮,并对不同的品种间黄酮含量差异性进行了比较。联合国粮农组织认为,藜麦是唯一的单体植物即可满足人体基本营养需求的食物,正式推荐藜麦为最适宜人类食用的完美营养食品,并列入全球十大营养品之一[8]。藜麦种子不含胆固醇,低脂、低热量、低糖,含有多种氨基酸和矿物质,其中包括人体必需的8 种氨基酸,比例均衡且易于吸收,是糖尿病患者、素食主义者以及孕婴理想安全的食品[9-11]

4-氨基丁酸(γ-aminobutyric acid,GABA)是一种以自由态广泛存在于原核生物和真核生物中的四碳非蛋白质氨基酸[12-13]。因GABA具有降血压、改善脑机能和缓解疼痛和焦虑等作用,富含GABA的食品,近年来备受消费者喜爱[14-16]。研究表明,植物中GABA的合成主要受GABA支路和多胺降解的影响,其中谷氨酸脱羧酶(glutamatede carboxylase,GAD)和二胺氧化酶(diamine oxidase,DAO)分别是这两条途径中的限速酶[17]。植物在受热、受冷、盐胁迫、酸胁迫、低氧胁迫等条件下刺激会强烈激活GAD和DAO酶活性,从而促使GABA富集[18]。已有部分学者对CO2处理[19]、低氧胁迫[20]、金属离子胁迫[21]等进行研究,但利用酸溶液胁迫发芽目前很少见到相关研究。

血管紧张素转换酶(angiotensin converting enzyme,ACE)是一种与金属锌螯合的二肽羧基肽酶,在体内血压调节过程中起到重要作用[22],哺乳动物血压的主要生物调节是通过肾素-血管紧张素-醛固酮系统(renin angiotensin system,RAS),血管紧张素Ⅱ与其在动脉系统的平滑肌细胞上的受体结合,引起血管收缩和血压升高。ACE属于限制酶,可以抑制血管紧张素Ⅰ转化为血管紧张素Ⅱ,从而抑制血压升高[23],并且同时ACE能催化具有降压作用的舒缓激肽降解[24],所以ACE抑制率可以作为降血压实验的检测指标[25]

本研究为优化柠檬酸胁迫藜麦富集GABA的最优培养条件,以藜麦种子为原料,在单因素试验的基础上,利用响应面法优化柠檬酸溶液浓度、培养温度以及培养时间对发芽藜麦中GABA含量的影响,并对优化的藜麦芽抑制ACE活性进行分析,并为藜麦的进一步研究提供一定的理论依据。

1 材料与方法

1.1 材料与试剂

藜麦由河北张家口农科院提供,置于-18 ℃冰箱中储存备用。

GABA标准品(纯度≥99.0%)、马尿酰-组氨酰-亮氨酸(N-hippuryl-His-Leu hydrate,HHL)、ACE 美国Sigma公司;乙腈(色谱纯) 韩国Duksan公司;所有分离用有机溶剂均为国产分析纯。

1.2 仪器与设备

生化培养箱 宁波海曙赛福实验仪器厂;KQ-700E型超声波清洗器 昆山市超声仪器有限公司;TDZ5M型台式低速离心机 长沙易达仪器有限公司;1260型高效液相色谱仪(配有1200可变波长紫外检测器和ChemStation色谱工作站) 美国Agilent公司;BSA224S型电子分析天平 赛多利斯科学仪器(北京)有限公司;DH-101型电热恒温鼓风干燥箱 天津市中环实验电炉有限公司。

1.3 方法

1.3.1 藜麦种子发芽处理

称取一定质量的藜麦种子用去离子水清洗后,用1%的次氯酸钠溶液浸泡5 min,用去离子水清洗干净(pH 7),然后去离子水浸泡2 h,均匀放入铺有2 层滤纸的培养皿中,每个培养皿放置约50 粒藜麦种子,然后放入生化培养箱中暗发芽,发芽相对湿度为80%~95%左右,期间每12 h喷柠檬酸溶液(实验浓度)或去离子水(对照)2.0 mL。培养结束后,用去离子水清洗发芽藜麦,在50 ℃条件下干燥,然后粉碎,过80 目筛,待测。

1.3.2 藜麦芽中GABA含量的测定

柱前衍生化处理:根据张志清等[26]方法改进,准确称取0.5 g藜麦芽粉,以1∶20(g/mL)的料液比将70%的甲醇溶液和藜麦芽粉混合均匀,置于具塞试管中,在50 ℃、700 W条件下提取20 min,然后将混合液移至50 mL离心管中,4 000 r/min离心15 min,取上清液10 μL于样品瓶中,添加50 μL的邻苯二甲醛(o-phthaldialdehyde,OPA)衍生液充分振荡,静置5 min,用0.22 μm有机滤膜过滤,待测。

色谱条件:根据郑鸿雁等[27]方法优化改进,采用OPA柱前衍生紫外检测高效液相色谱法测定藜麦芽中GABA含量。色谱柱:TC-C18(150 mm×4.6 mm, 5 μm);流动相:流动相A为0.02 mmol/L乙酸钠溶液,流动相B为纯乙腈;流速:1.0 mL/min;检测波长:322 nm;柱温:30 ℃;进样量:10 μL;梯度洗脱程序如表1所示。

表1 梯度洗脱程序
Table 1 Gradient elution program

1.3.3 标准曲线的绘制

准确配制0.00、0.10、0.20、0.30、0.40、0.50 mg/mL的GABA标准溶液,分别用OPA衍生后进行色谱分析,根据色谱图中峰面积计算GABA含量,实验重复3 次,计算平均值,以色谱图中峰面积为纵坐标,以待测样品质量浓度为横坐标绘制标准曲线。回归方程为y=2.7624x(R2=0.999 1),数据显示曲线拟合性良好。

1.3.4 单因素试验

1.3.4.1 柠檬酸溶液浓度的选择

称取10.0 g藜麦种子,柠檬酸溶液浓度分别为0.00、1.00、2.00、3.00、4.00 mmol/L,控制培养温度为25 ℃,培养时间为48 h,然后按照1.3.1节方法测定不同柠檬酸溶液浓度对藜麦发芽富集GABA的影响。以藜麦芽中GABA的含量为测定指标,以去离子水发芽的藜麦为对照。试验重复3 次,计算平均值。

1.3.4.2 培养温度的选择

称取10.0 g藜麦种子,培养温度为15、20、25、30、 35 ℃,控制柠檬酸溶液浓度为2.00 mmol/L,培养时间为48 h,然后按照1.3.1节方法测定不同培养温度对藜麦发芽富集GABA的影响。以藜麦芽中GABA的含量为测定指标,试验重复3 次,计算平均值。

1.3.4.3 培养时间的选择

称取10.0 g藜麦种子,培养时间为24、48、72、96、 120 h,控制柠檬酸溶液浓度为2.00 mmol/L,培养温度为25 ℃,然后按照1.3.1节方法测定不同培养温度对藜麦发芽富集GABA的影响。以藜麦芽中GABA的含量为测定指标,试验重复3 次,计算平均值。

1.3.5 Box-Behnken响应面优化设计

根据Box-Behnken试验设计原理进行三因素三水平试验设计,利用Design-Expert 8.0.6软件包进行数据拟合优化藜麦芽中GABA含量的工艺条件。在单因素试验的基础上,选择柠檬酸溶液浓度(A)、培养温度(B)、培养时间(C)作为响应面优化的试验点,自变量的试验水平分别以-1、0、1进行编码,共设计17 组试验点,其中12 组为析因点,自变量取值在各因素所构成的三维顶点;5组为区域的中心零点,用来估计试验误差。试验因素和水平见表2。

表2 Box-Behnken试验设计因素和水平
Table 2 Factors and their coded and actual levels used in Box-Behnken design

1.3.6 柠檬酸胁迫藜麦芽的体外抑制ACE活性分析

根据Cushman等[28]的方法略作修改,准确称取0.5 g藜麦芽粉,以1∶20(g/mL)的料液比将70%甲醇溶液和藜麦芽粉混合均匀,然后置于具塞试管中在50 ℃、700 W的条件下提取20 min,然后将混合液移至50 mL离心管中,4 000 r/min离心15 min,准确移取100 μL上清液与100 μL 5 mmol/L HHL溶液混合均匀,立即37 ℃水浴,保温5min,然后加入0.1 U/mL ACE溶液10 μL,于37 ℃恒温水浴中充分反应30 min,加入150 μL,1 mol/L HCl溶液用于终止反应,再加入1.5 mL乙酸乙酯充分振荡混合均匀,在4 000 r/min离心5 min后吸取1 mL酯层于另一支试管中,80 ℃烘干冷却后重新溶于3 mL超纯水中,于228 nm波长处测定吸光度。实验重复3 次,计算平均值。以未发芽藜麦和去离子水发芽藜麦作对照。ACE抑制率按以下公式计算。

式中:A为ACE和ACE抑制剂同时存在时的吸光度;B为不加ACE抑制剂时的吸光度(用去离子水代替ACE抑制剂);C为ACE与ACE抑制剂均不参加反应时的吸光度(用去离子水代替ACE抑制剂,并在反应前加HCl终止反应)。

2 结果与分析

2.1 单因素试验结果

2.1.1 柠檬酸溶液浓度对藜麦芽中GABA含量的影响

图1 柠檬酸溶液浓度对藜麦芽中GABA含量的影响
Fig. 1 Effects of citric acid concentration on GABA content of germinated quinoa

如图1所示,不同浓度的柠檬酸溶液对藜麦芽中GABA含量的影响有显著性差异(P<0.05)。柠檬酸溶液浓度在0.00~2.00 mmol/L范围内,GABA含量呈逐渐上升的趋势,其中2.00 mmol/L时GABA含量最高,此时GABA含量为0.500 mg/g,是对照组(0.377 mg/g)的1.31 倍。当柠檬酸溶液浓度高于2.00 mmol/L时,GABA含量逐渐下降,原因可能是柠檬酸溶液浓度过高会使藜麦发芽过程中pH值偏低,藜麦中的GAD和DAO酶活性降低,从而抑制GABA的富集[29]

2.1.2 培养温度对藜麦芽中GABA含量的影响

图2 培养温度对藜麦芽中GABA含量的影响
Fig. 2 Effects of germination temperatures on GABA content of quinoa

由图2可知,培养温度在15~25 ℃范围内,GABA含量呈迅速的上升趋势,在25~35 ℃范围内GABA含量逐渐下降,其中25 ℃条件下培养的藜麦芽中GABA含量最高,达到0.774 mg/g,与20 ℃(0.503 mg/g)和30 ℃(0.382 mg/g)条件下培养的藜麦芽中的GABA具有显著性差异(P<0.05),表明藜麦在25 ℃时发芽富集GABA效果比较好。

2.1.3 培养时间对藜麦芽中GABA含量的影响

图3 培养时间对藜麦芽中GABA含量的影响
Fig. 3 Effects of germination time on GABA content of quinoa

如图3所示,不同的发芽培养时间对藜麦中GABA含量具有显著性差异(P<0.05)。藜麦种子中GABA含量为0.402 mg/g,发芽24 h后藜麦中GABA含量迅速上升,达到1.060 mg/g。发芽48 h后,GABA含量继续上升,达到1.127 mg/g,此时藜麦芽中GABA含量是藜麦种子中GABA含量的2.8 倍。发芽48~120 h,GABA含量呈下降趋势,其原因可能是随着培养时间的逐渐延长,在转氨酶的作用下,GABA转换成琥珀酸半醛,从而使得GABA含量下降[30]。综上分析可知:藜麦在第48小时发芽富集GABA效果较好。

2.2 响应面试验结果

2.2.1 Box-Behnken试验设计及结果分析

综合单因素试验结果,采用Design-Expert 8.0.6软件包,以柠檬酸溶液浓度(A)、培养温度(B)、培养时间(C)为自变量,以藜麦芽中GABA含量为响应值,设计3因素3水平Box-Behnken试验,试验设计方案及结果见表3。

表3 响应面试验设计方案及试验结果
Table 3 The experimental design and results for response surface analysis

2.2.2 回归模型的建立及显著性检验结果

利用Design-Expert 8.0.6软件包对表3数据进行多元回归拟合,建立GABA含量(Y)的二阶响应回归模型,进而分析各试验因素对响应值Y的影响。拟合二次多项式方程如下:

对该回归模型及系数进行显著性分析,其结果见表4。从整体上,该模型P<0.001,模型差异极显著。失拟项P=0.378 1>0.05,没有显著性差异,说明该模型对本试验拟合程度良好。模型一次项A、C均对响应值GABA含量影响显著(P<0.05);AB、AC交互作用极显著(P<0.01),BC交互作用不显著;一次项B,二次项A2、B2、C2均对响应值GABA含量影响极显著(P<0.01)。3 个因素对GABA含量的影响依次为B>C>A,即培养温度>培养时间>柠檬酸溶液浓度。结果表明:3 个因素对藜麦芽中GABA含量的影响不是简单的线性关系。剔除不显著项,将拟合方程修正为:

Y=0.210-0.025A-0.011B+0.037C-2.250× 10-3AB-2.750×10-3AC-0.024A2-0.084B2-0.027C2

表4 回归模型显著性检验结果
Table 4 Analysis of variance for the regression model

注:**.差异极显著(P<0.01);*.差异显著(P<0.05)。

2.2.3 响应面分析

图4 各因素交互作用对GABA含量影响的响应面与等高线图
Fig. 4 Response surface and contour plots showing the effects of various culture conditions on the content of GABA

响应面图形是响应值和影响因子A、B、C之间的关系构成的三维空间立体结构图,根据线性回归模型绘制相应的响应面图和等高线图,直观分析3 个因素对藜麦芽中GABA含量的交互作用,响应面坡度越陡峭,表明响应值对于试验条件的改变越敏感,该因素对藜麦芽中GABA含量的测定影响越大;对于等高线则可以直观反映两变量的交互作用显著程度,椭圆形表示两因素之间作用显著,而圆形则表示不显著[31],结果见图4。

由图4a可知,响应面的坡度较陡峭,表示在培养时间为48 h条件下,柠檬酸溶液浓度和培养温度交互作用显著,在培养温度较低时,GABA含量随着柠檬酸溶液浓度的增加而增大,随着培养温度的升高,增加幅度减小甚至下降,说明在不同培养温度下,柠檬酸溶液浓度对GABA含量的影响也不同;图4b显示在培养温度为25 ℃条件下,培养时间和柠檬酸溶液浓度交互作用显著,在培养时间较短时,GABA含量随着柠檬酸溶液浓度的增加而增加,随着培养时间的延长,增加幅度逐渐减低;图4c显示在柠檬酸溶液浓度为2.00 mmol/L的条件下,培养温度和培养时间的交互作用不显著,说明培养时间对GABA含量产生的影响与培养温度无关。

利用Design-Expert 8.0.6软件,结合回归模型和响应面图分析得出藜麦发芽的最佳培养条件为:柠檬酸溶液浓度2.00 mmol/L、培养温度24.68 ℃、培养时间48.24 h。在此条件下,预测藜麦中GABA最高含量为1.542 mg/g。根据实际情况调整为:柠檬酸溶液浓度2.00 mmol/L、培养温度25 ℃、培养时间48 h,在此条件下重复试验3 次,测得GABA含量的平均值为1.538 mg/g,与模型预测值基本吻合,说明此模型可靠。最终优化的藜麦发芽培养条件确定为柠檬酸溶液浓度2.00 mmol/L,培养温度25 ℃,培养时间48 h。

2.3 体外抑制ACE活性测定结果

图5 柠檬酸胁迫藜麦的体外抑制ACE活性
Fig. 5 ACE inhibitory activity in vitro of germinated quinoa under citric acid stress

如图5所示,2.00 mmol/L的柠檬酸胁迫发芽的藜麦(实验组)和去离子水发芽的藜麦(对照组1)置于生化培养箱中,在25 ℃条件下培养48 h,然后50 ℃烘干,粉碎,过80 目筛。准确称取0.5 g的试验组、对照组1、对照组2(藜麦种子)粉末,按照方法1.3.6节,对其体外抑制ACE酶活性进行分析。结果显示:实验组、对照组1和对照组2三者的ACE抑制率均有显著性差异(P<0.05)。实验组ACE抑制率(63%)分别是对照组1(49%)和对照组2(33%)的1.3 倍和1.9 倍,以上数据表明利用柠檬酸胁迫藜麦发芽,可以促进藜麦中GABA含量增加,从而提高其降血压活性。

3 结 论

在单因素试验的基础上,采用Box-Behnken响应面法,以GABA含量为响应值,对藜麦的发芽培养条件进行优化,最佳培养条件为柠檬酸溶液浓度2.00 mmol/L、培养温度25 ℃、培养时间48 h,在此条件下GABA含量达到1.538 mg/g,是藜麦种子中GABA含量(0.402 mg/g)的3.8 倍。体外降血压实验表明:2.00 mmol/L的柠檬酸胁迫藜麦芽干质量的ACE抑制率为63%,分别是去离子水胁迫藜麦芽干质量和藜麦种子干质量的1.3 倍和1.9 倍,充分说明柠檬酸胁迫发芽可以提高藜麦的降血压活性。以上研究为开发藜麦产品提供一定理论依据。

参考文献:

[1] JACOBSEN S E. The worldwide potential for quinoa (Chenopodium quinoa Willd.)[J]. Food Reviews International, 2003, 19: 176. DOI:10.1081/FRI-120018883.

[2] 顾娴, 黄杰, 魏玉明, 等. 藜麦研究进展及发展前景[J]. 中国农学通报, 2015, 31(30): 201-204. DOI:10.14083/j.issn.1001-4942.2016.10.033.

[3] NOWAK V, DU J, CHARRONDIÈRE U R. Assessment of the nutritional composition of quinoa (Chenopodium quinoa Willd.)[J]. Food Chemistry, 2016, 193: 47-54. DOI:10.1016/ j.foodchem.2015.02.111.

[4] NAVRUZ-VARLI S, SANLIER N. Nutritional and health benefits of quinoa (Chenopodium quinoa Willd.)[J]. Journal of Cereal Science, 2016, 69: 371-376. DOI:10.1016/j.jcs.2016.05.004.

[5] VIDUERIOS S M, CURTI R N, DYNER L M, et al. Diversity and interrelationships in nutritional traits in cultivated quinoa (Chenopodium quinoa Willd.) from Northwest Argentina[J]. Journal of Cereal Science, 2015, 62: 87-93. DOI:10.1016/j.jcs.2015.01.001.

[6] RUALES J, NAIR B M. Content of fat, vitamins and minerals in quinoa (Chenopodium quinoa Willd) seeds[J]. Food Chemistry, 1993, 48(2): 131-136. DOI:10.1016/0308-8146(93)90047-J.

[7] HIROSE Y, FUJITA T, ISHII T, et al. Antioxidative properties and flavonoid composition of Chenopodium quinoa seeds cultivated in Japan[J]. Food Chemistry, 2010, 119(4): 1300-1306. DOI:10.1016/ j.foodchem.2009.09.008.

[8] 阙淼琳, 蒋玉蓉, 曹美丽, 等. 响应面试验优化藜麦种子多酚提取工艺及其品种差异[J]. 食品科学, 2016, 37(4): 7-12. DOI:10.7506/ spkx1002-6630-201604002.

[9] 肖正春, 张广伦. 藜麦及其资源开发利用[J]. 中国野生植物资源, 2014, 33(2): 62-66. DOI:10.3969/j.issn.1006-9690.2014.02.015.

[10] 王晨静, 赵习武, 陆国权, 等. 藜麦特性及开发利用研究进展[J].浙江农林大学学报, 2014, 31(2): 296-301. DOI:10.11833/ j.issn.2095-0756.2014.02.020.

[11] VEGA-GÁLVEZ A, MIRANDA M, VERGARA J, et al. Nutrition facts and functional potential of quinoa (Chenopodium quinoa Willd.), an ancient Andean grain: a review[J]. Journal of the Science of Food and Agriculture, 2010, 90(15): 2541-2547. DOI:10.1002/jsfa.4158.

[12] 魏爱春, 杨修仕, 么杨, 等. 藜麦营养功能成分及生物活性研究进展[J].食品科学, 2015, 36(15): 272-276. DOI:10.7506/spkx1002-6630-201515050.

[13] 袁俊杰, 蒋玉蓉, 吕柯兰, 等. 不同盐胁迫对藜麦种子发芽和幼苗生长的影响[J]. 浙江农林大学, 2015, 34(8): 9-17. DOI:10.16590/ j.cnki.1001-4705.2015.08.009.

[14] 相启森, 张丽华, 姜亭亭, 等. 藜麦提取物体外抗氧化活性研究[J]. 食品工业科技, 2016, 37(2): 78-81. DOI:10.13386/j.issn1002-0306.2016.02.007.

[15] 堀江典子, 菅美奈子, 金武祚. GABA(γ-氨基丁酸)的功能性[J]. 中国食品添加剂, 2010(6): 169-173. DOI:10.3969/j.issn.1006-2513.2010.06.027.

[16] 许建军, 江波, 许时婴. GABA(γ-氨基丁酸): 一种新型的功能食品因子[J]. 中国食品学报, 2008, 8(2): 1-4. DOI:10.3969/ j.issn.1002-0306.2003.01.046.

[17] XING S G, YUN Y B, HAU Z W, et al. Higher accumulation of γ-aminobutyric acid induced by salt stress through stimulating the activity of diarnine oxidases in Glycine max (L.) Merr. roots[J]. Plant Physiology and Biochemistry, 2007, 45(8): 560-566. DOI:10.1016/ S0304-4017(99)00207-1.

[18] BOUCHÉ N, LACOMBE B, FROMM H. GABA signaling: a conserved and ubiquitous mechanism[J]. Trends in Cell Biology, 2003, 13(12): 607-610. DOI:10.1016/j.tcb.2003.10.001.

[19] KATAGIRI M, SHIMIZU S. γ-aminobutyric acid accumulation in bean sprouts (soybean, black gram, green gram) treated with carbon dioxide[J]. Nippon Shokuhin Kagaku Kougaku Kaishi, 1989, 36(11): 916-919. DOI:10.3136/nskkk1962.36.11_916.

[20] GUO Y X, CHEN H, SONG Y, et al. Effects of soaking and aeration treatment on γ-aminobutyric acid accumulation in germinated soybean (Glycine max L.)[J]. European Food Research and Technology, 2011, 232(5): 787-795. DOI:10.1007/s00217-011-1444-6.

[21] 李晓丹, 王莉, 王韧, 等. 金属盐离子对苦荞萌发及其总黄酮含量的影响[J]. 中国粮油学报, 2012, 27(10): 26-31. DOI:10.3969/ j.issn.1003-0174.2012.10.006.

[22] MARCO L V, DANIEL G, DANIEL M R, et al. Characterization and quantitation of triterpenoid saponins in raw and sprouted Chenopodium berlandieri spp. (Huauzontle) grains subjected to germination with or without selenium stress conditions[J]. Journal of Food Science, 2016, 81(1): 19-26. DOI:10.1111/1750-3841.13174.

[23] PATTEN G S, ABEYWARDENA M Y, BENNETT L E. Inhibition of angiotensin converting enzyme, angiotensin Ⅱ receptor blocking, and blood pressure lowering bioactivity across plant families[J]. Critical Reviews in Food Science & Nutrition, 2016, 56(2): 181-214. DOI:10.1 080/10408398.2011.651176.

[24] AISHA M, ANUM Z, AMR N, et al. Isolation and characterization of Bradykinin potentiating peptides from Agkistrodon bilineatus venom[J]. Proteome Science, 2016, 14(1):1-9. DOI:10.1186/s12953-016-0090-0.

[25] 宋华曾, 毕琳, 吕顺, 等. 鮰鱼皮明胶ACE抑制肽降血压活性的研究[J].现代食品科技, 2014, 30(2): 78-83.

[26] 张志清, 徐杰, 丛军, 等. 高效液相色谱法测定发芽麦粒中γ-氨基丁酸(GABA)含量[J]. 中国粮油学报, 2015, 30(11): 135-139. DOI:10.3969/j.issn.1003-0174.2015.11.025.

[27] 郑鸿雁, 赵炜彤, 昌妍希. 响应面法优化假丝酵母Y6产γ-氨基丁酸发酵工艺[J]. 食品科学, 2015, 36(9):130-135. DOI:10.7506/ spkx1002-6630-201509024.

[28] CUSHMAN D W, CHEUNG H S. Spectrophotometric assay and properties of the angiotensin-converting enzyme of rabbit lung[J]. Biochemical Pharmacology, 1971, 20(7): 1637-1685. DOI:10.1016/0006-2952(71)90292-9.

[29] 许建军, 江波, 许时婴. 谷氨酸脱羧酶(GAD)的研究进展[J]. 食品工业科技, 2004, 25(7): 132-133. DOI:10.3969/j.issn.1002-0306.2004.07.054.

[30] 张晖. 米胚谷氨酸脱羧酶性质及其富集γ-氨基丁酸研究[D]. 无锡:江南大学, 2004.

[31] 陈红梅, 谢翎. 响应面法优化半枝莲黄酮提取工艺及体外抗氧化性分析[J]. 食品科学, 2016, 37(2): 45-50. DOI:10.7506/spkx1002-6630-201602008.

Response Surface Optimization of GABA Accumulation in Germinated Quinoa under Citric Acid Stress and Its ACE Inhibitory Activity in Vitro

GUO Xiaomeng1, ZHAO Fushi1, YE Xiaohui1, MA Tingjun1,2,*
(1. College of Food Science and Engineering, Beijing University of Agriculture, Beijing 102206, China; 2. Agricultural Biological Products and Seed Industry of Zhongguancun Open Laboratory, Beijing 100190, China)

Abstract:This study aimed to optimize the culture conditions for γ-aminobutyric acid (GABA) production in germinated quinoa under citric acid stress. GABA from germinated quinoa was ultrasonically extracted with ethanol and analyzed by high performance liquid chromatography (HPLC). The optimization of citric acid concentration, culture time and temperature, the factors affecting GABA content in germinated quinoa, were optimized by the combined use of one-factorat-a-time method and response surface methodology. Results indicated that the highest GABA content of 1.538 mg/g in germinated quinoa was obtained after 48 h of culture at 25 ℃ in the presence of 2.00 mmol/L citric acid, which was 3.8 times as high as that observed for the ungerminated sample. The percentage of ACE inhibition by germinated quinoa under citric acid stress was 63%, which was 1.3 and 1.9 times higher than that that by the germinated one without citric acid stress and the ungerminated one, respectively. This finding suggested that germination under citric acid stress could improve the antihypertensive activity of quinoa, which will provide a guideline for further study of quinoa.

Key words:quinoa; germination; citric acid stress; γ-aminobutyric acid (GABA); response surface analysis

DOI:10.7506/spkx1002-6630-201714034

中图分类号:TS213.2

文献标志号:A

文章编号:1002-6630(2017)14-0221-06

引文格式:郭晓蒙, 赵富士, 冶晓惠, 等. 响应面法优化柠檬酸胁迫藜麦富集γ-氨基丁酸的培养条件及体外降血压活性研究[J]. 食品科学, 2017, 38(14): 221-226.

DOI:10.7506/spkx1002-6630-201714034. http://www.spkx.net.cn

GUO Xiaomeng, ZHAO Fushi, YE Xiaohui, et al. Response surface optimization of GABA accumulation in germinated quinoa under citric acid stress and its ACE inhibitory activity in vitro[J]. Food Science, 2017, 38(14): 221-226. (in Chinese with English abstract) DOI:10.7506/spkx1002-6630-201714034. http://www.spkx.net.cn

收稿日期:2016-10-17

基金项目:2017年内涵发展定额项目—研究生教育改革与发展项目—科研创新项目;2017年大学生科研训练项目

作者简介:郭晓蒙(1989—),女,硕士研究生,研究方向为天然产物提取与功能食品。E-mail:15600633600@163.com

*通信作者:马挺军(1973—),男,教授,博士,研究方向为天然产物提取与功能食品。E-mail:mtingjun@163.com