采后猕猴桃叶绿素降解机制及1-MCP处理对其代谢的影响

宋小青1,2,任亚梅1,*,张艳宜1,师俊玲3,樊明涛1

(1.西北农林科技大学食品科学与工程学院,陕西 杨凌 712100;2.山西师范大学食品科学学院,山西 临汾 041000;

3.西北工业大学生命学院,陕西 西安 710072)

摘 要:以陕西“秦美”猕猴桃为试材,在(0.0±0.5)℃贮藏条件下,研究猕猴桃叶绿素的降解机制及1-甲基环丙烯(1-methylcyclopropene,1-MCP)处理对猕猴桃叶绿素及其衍生物和相关酶活的影响。结果表明:在猕猴桃果实贮藏过程中,脱植基叶绿素a、脱镁叶绿素a和脱镁叶绿酸a是叶绿素a的主要降解产物,其含量呈先上升后下降的趋势。脱植基叶绿素a和脱镁叶绿酸a的变化趋势分别与叶绿素酶和脱镁螯合酶活性变化趋势一致,由此推断其降解过程遵循叶绿素脱镁叶绿酸a加氧酶降解途径。1.0 μL/L 1-MCP处理可提高猕猴桃果实过氧化物酶活性,抑制叶绿素酶和脱镁螯合酶的活性,减缓叶绿素的降解,抑制脱植基叶绿素a、脱镁叶绿素a、脱镁叶绿酸a的生成,从而延缓果实绿色的降解以及果实的成熟与衰老。研究结果可为1-MCP延缓猕猴桃果实的褪色提供理论依据。

关键词:猕猴桃;叶绿素酶;脱镁螯合酶;1-甲基环丙烯;叶绿素a衍生物

宋小青, 任亚梅, 张艳宜, 等. 采后猕猴桃叶绿素降解机制及1-MCP处理对其代谢的影响[J]. 食品科学, 2017, 38(17): 260-265. DOI:10.7506/spkx1002-6630-201717042. http://www.spkx.net.cn

SONG Xiaoqing, REN Yamei, ZHANG Yanyi, et al. Mechanism of chlorophyll degradation and effect of 1-MCP treatment on chlorophyll metabolism in postharvest kiwifruit[J]. Food Science, 2017, 38(17): 260-265. (in Chinese with English abstract) DOI:10.7506/spkx1002-6630-201717042. http://www.spkx.net.cn

猕猴桃营养丰富,富含VC、多种矿质、氨基酸,是成熟后果肉仍为鲜绿色的少数水果种类之一,这种绿色来源于叶绿素(chlorophyll,Chl)。在猕猴桃贮藏过程中,Chl很不稳定,易受温度、光照、酶等的影响发生降解而引起褪色,同时伴随猕猴桃果实的成熟衰老。因此,在贮藏过程中如何延缓猕猴桃果实的Chl降解就显得格外重要。目前国内外关于花椰菜[1-4]、青梅[5]、香蕉[6]、青花椒[7]、梨[8]、青柠[9]、橄榄果[10]等植物中Chl降解机理的研究有很多。研究表明Chl降解遵循脱镁叶绿酸a加氧酶(pheophorbide a oxygenase,PAO)途径[10-14],但还存在争议。Shemer等[15]研究表明,叶绿素a(chlorophyll a,Chl a)首先在叶绿素酶(chlorophyllase,Chlase)的作用下,脱去植醇基生成脱植基叶绿素a;然后在脱镁螯合酶(Mg-dechelatase,MDCase)的作用下,脱去Mg2+形成脱镁叶绿酸a;接着在PAO的催化下生成红色叶绿素衍生物;最后在红色叶绿色代谢产物还原酶(red chlorophyll catabolite reductase,RCC)的催化下形成无色荧光物质。但也有学者认为,Chl在降解过程中先在MDCase作用下生成脱镁叶绿素,后在脱镁叶绿素酶的作用下脱去植醇基生成脱镁叶绿酸[1617]。而关于猕猴桃贮藏中Chl降解机理的研究很少,在探索猕猴桃贮藏过程中褪色问题时需要借鉴其他绿色果蔬的研究方法,因此开展这方面的研究工作对于猕猴桃产业的快速发展具有十分重要的意义。

本实验以“秦美”猕猴桃为试材,研究1-甲基环丙烯(1-methylcyclopropene,1-MCP)处理对低温贮藏过程中猕猴桃果实Chl衍生物和相关酶活性的影响,得出猕猴桃果实Chl降解机理,为贮藏过程中猕猴桃的保绿和护绿技术提供理论依据。

1 材料与方法

1.1 材料与试剂

供试的“秦美”猕猴桃于2011年9月28日采自陕西省杨凌夏家沟村管理良好的果园。当可溶性固形物含量为6.0%~7.0%时采收,当天运回实验室,选择果形端正、果个均匀、无病虫害及机械损伤的果实,进行统一处理。

实验所用的菠菜购自陕西省杨凌的大型超市。

1-MCP(有效成分0.14%) 美国罗门哈斯中国公司;丙酮 广东汕头市西陇化工厂有限公司;乙醚、二氧杂环乙烷、吡啶 天津市博迪化工有限公司;聚乙烯吡咯烷酮(polyvingypyrrolidone,PVPP)、三羟甲基氨基甲烷(tris(hydroxymethyl)methyl aminomethane,Tris)、聚乙二醇辛基苯基醚(2-(2-[4-(1,1,3,3-tetramethybutyl) phenoxy]ethoxy)ethanol,TritonX-100) 北京索莱宝科技有限公司;以上试剂均为分析纯。愈创木酚(化学纯)国药集团化学试剂有限公司;乙酸乙酯、甲醇(均为色谱纯) 天津市科密欧化学试剂有限公司;Chl a西格玛奥德里奇上海贸易有限公司。

1.2 仪器与设备

UV-1700紫外-可见分光光度计、LC-20A高效液相色谱仪(high performance liquid chromatography,HPLC)日本岛津公司;PK121R高速冷冻离心机 意大利ALC公司;8101手持糖量计 大连先超科技有限公司;F-203电子天平 北京赛多利斯仪器系统有限公司;U410-86超低温冰箱(-80 ℃) 英国Brunswick Scientific公司;HW·SY11-K恒温水浴锅 北京市长风仪器仪表公司。

1.3 方法

1.3.1 样品处理

1-MCP处理果:参照任亚梅等[18]方法,略有修改。将猕猴桃分装入120 L塑料桶(桶盖中心有一小孔),每桶约25 kg。取一定量的1-MCP粉末放入培养皿并一起放入桶中,用凡士林和胶带密封桶口。吸取25 mL蒸馏水沿桶盖中心的孔注入培养皿,立即密封孔口,于(20±1)℃放置24 h。

对照果:猕猴桃分装入120 L塑料桶(桶盖中心有一小孔),每桶约25 kg,用凡士林和胶带密封桶口。吸取25 mL蒸馏水沿桶盖中心的孔注入培养皿,于(20±1)℃放置24 h。

将处理后的果实用0.03 mm厚聚乙烯袋密封包装,放入纸箱中,在(0.0±0.5)℃,相对湿度为85%~90%条件下贮藏。每15 d测定一次低温贮藏果的Chl a、Chl b、总叶绿素(total chlorophyll,T Chl)和类胡萝卜素(carotenoid,Car)含量的变化。同时将每个果实均匀取样,将果肉装袋密封,标记,置于-80 ℃超低温冰箱中保存,用于过氧化物酶(peroxidase,POD)、Chlase、MDCase等酶活力的测定。

1.3.2 指标测定

1.3.2.1 Chl a、Chl b、T Chl和Car含量测定

采用紫外-可见分光光度法,参照任亚梅[19]的方法。

1.3.2.2 POD活力测定

参照Zhang Donglin等[20]的愈创木酚法,略有改进。取1.5 g果肉,加0.1 g PVPP和6 mL 0.2 mol/L磷酸盐缓冲液(pH 6.4),在低温条件下研磨,于4 ℃高速冷冻离心机中12 000 r/min离心20 min,得到的上清液即所需酶液。之后的步骤与Zhang Donglin等[20]的方法一致。

1.3.2.3 Chlase和MDCase活力的测定

Chlase底物的制备参照Iriyama等[21]和Fukasawa等[22]的方法:称取20 g菠菜样品,加入100 mL的丙酮(4 ℃),低温下研磨至匀浆并真空抽滤,向滤液加入1/7体积的二氧杂环乙烷,然后边振荡边逐滴加入1/6体积的蒸馏水。30 min后,于高速冷冻离心机中离心(4 ℃,10 000 r/min)20 min,弃去上清液,向沉淀中加入30 mL混合溶液(V(丙酮)∶V(二氧杂环乙烷)∶V(蒸馏水)=20∶3∶7)。1 h后,再次离心上清液,沉淀用丙酮溶解,得到的溶液为质量浓度110 μg/mL的Chl a丙酮溶液,即为Chlase的底物。

MDCase底物的制备参照Fukasawa等[22]的方法:向Chl a丙酮溶液中加入蒸馏水,使丙酮体积分数达到80%。量取30 mL此溶液,混合40 mL石油醚,振摇。待分层后弃去下层,上层用20 mL蒸馏水洗涤3 次,并加入1 μL 30% KOH(用甲醇溶解),得到的溶液即为叶绿酸a溶液。沉淀用蒸馏水溶解,并用1 mol/L Tris-HCl将其pH值调节为9,即为MDCase的底物。

Chlase和MDCase酶液的提取:参照Hornero-Méndez等[23]的方法。取25 g猕猴桃果肉加入40 mL丙酮(4 ℃),研磨至匀浆,真空抽滤,用丙酮进行洗涤,直至残渣变为无色,得到的白色粉末即为丙酮粉,在室温下风干并称其质量。取0.1 g丙酮粉,加入5 mL磷酸缓冲液(浓度5 mmol/L、pH 7,含2.4 g/L TritonX-100和50 mmol/L KCl),在4 ℃条件下提取1 h并用4 层纱布过滤,滤液于冷冻离心机中离心(4 ℃,10 000 r/min)15 min,得到的上清液为酶粗提取液,用于Chlase和MDCase活力的测定。

Chlase活力的测定参考Hornero-Méndez等[23]和Amir-Shapira等[24]的方法:反应体系包含0.1 μmol/mL Chl a丙酮溶液、Chlase粗提取液(对照为蒸馏水)和100 mmol/L Tris-HCl 缓冲液(pH 8.5),其体积比为1∶5∶5,总体积为1.1 mL。该反应体系在避光条件下,于50 ℃水浴1 h,期间不停地搅拌。然后用4 mL丙酮(4 ℃)结束反应,并加入4 mL正己烷,振摇,分层后取下层溶液,在667 nm波长下测定吸光度。计算Chlase活力的公式如下。

式中:A为溶液的吸光度;ε为摩尔吸光系数,为7.49×102L/(mol·cm);b为比色皿的厚度/cm;V2为分层后下层溶液的体积/mL;V0为酶粗提取液总体积/mL;V1为测定用酶粗提取液体积/mL;m1为丙酮粉的总质量/g;m0为测定用丙酮粉质量/g;mf为样品鲜质量/g;t为反应时间/min。

MDCase活力检测参照Vicentini等[25]的方法:反应体系总体积为3 mL,包含10 μL叶绿酸a溶液、50 mmol/L Tris-HCl(pH 9.0,含有0.1%Triton X-100)和200 μL酶液。该反应体系在25 ℃反应30 min,然后在687 nm波长处测吸光度。以30 min内吸光度增加0.001为1个酶活力单位,单位记为U/g。

1.3.3 Chl a及其衍生物的测定

Chl a溶液:将5 mg Chl a标准品溶于丙酮,并用丙酮定容至10 mL;脱镁叶绿素a的制备[26]:向Chl a溶液中加1滴1 mol/L HCl;脱植基叶绿素a的制备:向Chl a溶液中加入Chlase粗提取液;脱镁叶绿酸a的制备[27]:向脱植基叶绿素a加1滴1 mol/L HCl。以上制备液均用乙醚溶液进行萃取,用无水硫酸钠干燥并减压浓缩(30 ℃),最后用丙酮溶解,再用0.22 μm的有机滤膜过滤后,于HPLC测定。

猕猴桃果肉中叶绿素及其衍生物的制备参照Cano等[28]的方法,略有修改。取25 g猕猴桃果肉,加入0.5 g碳酸钠和100 mL丙酮,黑暗中于4 ℃提取1 h。提取液经真空抽滤后,将滤液移到分液漏斗,向漏斗中加入60 mL乙醚和30 mL超纯水,振摇1 min然后静置约3 min。待分层后,弃去下层,向上层的乙醚相加入20 mL超纯水并轻轻摇晃,分层后再弃掉下层,重复此操作3 次。然后,用无水硫酸钠干燥后并减压浓缩(20 ℃),浓缩至约2 mL,用丙酮定容至5 mL。用0.22 μm有机滤膜过滤后,于HPLC测定。

HPLC检测:测定条件参考张丽华[11]的方法。采用反相WondaSil C18色谱柱(4.6 mm×250 mm,5.0 μm);检测波长430 nm;柱温箱温度35 ℃;流动相:A为体积比为3∶1的甲醇和超纯水混合溶液,B为乙酸乙酯溶液;进样体积:20 μL;流速:1 mL/min。

1.4 数据统计分析

采用Excel 2010软件绘制图表,SPSS 19.0软件进行方差分析,Duncan s多重比较进行显著性分析。

2 结果与分析

2.1 1-MCP处理对猕猴桃果实贮藏过程中各色素含量的影响

图 1 1-MCP处理对猕猴桃果实贮藏过程中各色素含量的影响
Fig. 1 Effects of 1-MCP treatment on the contents of chlorophyll pigments in kiwifruits during cold storage

1-MCP处理对猕猴桃果实贮藏过程中各色素含量的影响见图1。刚采收“秦美”猕猴桃Chl a含量约12.60 μg/g,Chl b含量约12.05 μg/g,T Chl含量约25.00 μg/g,其含量高于“海沃德”猕猴桃[29-30],其差异主要受栽培条件和猕猴桃品种的影响。随着果实贮藏时间的延长,对照果和1-MCP处理果的Chl a含量呈下降-上升-下降趋势。在0~30 d,对照果和1-MCP处理果的Chl a含量缓慢下降;在30~45 d,含量呈现上升趋势,这可能是由于在相关合成酶的作用下,一些物质转化成了Chl a;45~60 d,1-MCP处理果含量下降迅速,对照果的含量下降缓慢(图1A)。由图1B、C可知,在0~60 d,对照果和1-MCP处理果的Chl b、T Chl含量的变化趋势与Chl a的变化趋势相似。在0~15 d,1-MCP处理果的Chl a、Chl b、T Chl含量低于对照果;在30~60 d,1-MCP处理果的Chl a、Chl b、T Chl含量高于对照果,且在第45天差异显著(P<0.05),说明在贮藏后期1-MCP能抑制果实Chl a、Chl b、T Chl含量的降低,延缓果实的衰老。

由图1D可见,在整个贮藏过程中,猕猴桃果肉中Car素的含量较少,且变化幅度较小(P>0.05),对照果和1-MCP处理果之间差异不显著(P>0.05)。在0~30 d,对照果和1-MCP处理果的Car含量逐渐下降。在30~45 d,Car含量逐渐上升,但变化不显著(P>0.05)。

可见,1-MCP处理能抑制Chl a、Chl b以及T Chl的降解,这与ChengYudong等[31]的研究结果一致,对Car没有影响。

2.2 贮藏过程中1-MCP处理对猕猴桃果实POD活力的影响

随着贮藏时间的延长,果实组织内部会产生越来越多的H2O2,部分H2O2可渗入组织破坏Chl[32],因此,POD会参与果实成熟衰老时Chl的降解。如图2所示,在整个贮藏过程中,POD活力呈现先上升后下降的变化趋势。在0~15 d,对照果的POD活力逐渐增加,至贮藏的第15天,POD活力达到峰值,为1 242.73 U/(min·g),之后的15~60 d逐渐降低;0~45 d,1-MCP处理果的POD活力逐渐增加,至贮藏的第45天达到峰值,为1 360.88 U/(min·g),之后逐渐降低。

在0~30 d,对照果的POD活力高于1-MCP处理果,这可能是由于1-MCP处理果在贮藏初期生理活动受到了限制,产生的自由基较少,POD活力较低;在45~60 d,1-MCP处理果出于自身的保护,合成了大量的POD,且活性显著高于对照果(P<0.05)。总之,1-MCP处理可提高猕猴桃果实POD活力,延缓果实Chl的降解和衰老。

图 2 1-MCP处理对猕猴桃果实贮藏过程中POD活力的影响
Fig. 2 Effect of 1-MCP treatment on POD activity of kiwifruits during cold storage

2.3 在贮藏过程中1-MCP处理对猕猴桃果实Chlase和MDCase活力的影响

图 3 1-MCP处理对猕猴桃贮藏过程中Chlase(A)和MDCase(B)活力的影响
Fig. 3 Effect of 1-MCP treatment on the activity of Chlase (A) and MDCase (B) in kiwifruits during cold storage

由图3A可见,在0~45 d,对照果的Chlase活力逐渐升高,导致Chl降解,贮藏的第45天,Chlase活力达到最大值;贮藏的45~60 d,该酶的活力迅速降低。在整个贮藏期间,1-MCP处理果的Chlase活力变化幅度不大,且始终低于对照果的Chlase活力,贮藏的第45天二者差异显著(P<0.05)。

由图3B可见,在0~15 d,对照果和1-MCP处理果的MDCase活力迅速增大,贮藏的第15天达到高峰,之后逐渐降低。与对照果相比,1-MCP处理果的MDCase活力始终低于对照果,且在贮藏第45天和第60天差异显著(P<0.05),说明1-MCP处理能在一定程度上抑制Chlase和MDCase的活性,延缓Chl的降解,从而减缓果实的衰老。

2.4 猕猴桃贮藏过程中Chl及其衍生物的变化

图 4 刚采收的(A)和贮藏60 d后(B)的猕猴桃果实Chl含量变化色谱图
Fig. 4 HPLC chromatogram of chlorophylls in freshly harvested (A) and 60-day stored (B) kiwifruits

图4 为HPLC分析叶绿素及其衍生物的色谱示意图。新鲜的猕猴桃果实中,主要含有Chl a和脱镁叶绿素a(图4A),这与Dissanayake等[33]对大葱和Aiamlaor等[34]对西兰花的研究结果一致。在刚采收的猕猴桃果实中有脱镁叶绿素的生成,这可能是由于刚采收果实pH值偏低,造成了Chl的降解[11]或者是在MDCase作用下生成的。

由图4B可知,在430 nm波长处分别可依次检测出脱植基叶绿素a、脱镁叶绿酸a、Chl a、脱镁叶绿素a。在贮藏过程中,脱植基叶绿素a、脱镁叶绿酸a和脱镁叶绿素a是叶绿素a的主要降解产物(图4B)。

猕猴桃在贮藏过程中Chl衍生物的变化如表1所示。在贮藏过程中,对照果的脱植基叶绿素a、脱镁叶绿酸a、脱镁叶绿素a的含量总体呈先上升后下降的趋势。在0~30 d,对照果的脱植基叶绿素a含量逐渐增加;贮藏末期随果实的成熟衰老,其含量逐渐减少。在整个贮藏过程中,1-MCP处理果的脱植基叶绿素a含量变化幅度不大,其含量始终低于对照果,且在第30天差异显著(P<0.05)。在0~15 d,对照果的脱镁叶绿酸a含量迅速增加,这可能是由于随着MDCase活性的增强,之后其含量迅速降低。在整个贮藏过程中,1-MCP处理果的脱镁叶绿酸a含量始终低于对照,且在第15天差异显著(P<0.05)。在0~30 d,对照果的脱镁叶绿素a的含量逐渐增加,说明在MDCase的作用下大量的Chl a被降解;随着贮藏时间的延长其含量迅速降低,1-MCP处理果的脱镁叶绿素a含量始终低于对照果,且在第30天差异显著(P<0.05)。总之,1-MCP能延缓叶绿素的降解,抑制叶绿素衍生物的生成。

表 1 1-MCP处理对猕猴桃贮藏过程中叶绿素衍生物的影响(x±s)
Table 1 Effect of 1-MCP treatment on the formation of chlorophyll derivatives in kiwifruits during cold storage (x±s)

注:同一列肩标字母不同表示有显著性差异(P<0.05);-.未检测到。

3 讨论与结论

在整个贮藏过程中,对照果的Chlase和MDCase活性的变化趋势分别与脱植基叶绿素a和脱镁叶绿酸a的含量变化一致,说明这两种酶都会参与猕猴桃Chl的降解。在贮藏期间,衍生物中也有大量的脱镁叶绿素a的生成,说明Chl a在MDCase作用下能生成脱镁叶绿素a。结合Chlase和MDcase的活性测定及HPLC检测的结果,并参考其他的研究文献[5,11,27],得出猕猴桃贮藏过程中Chl的降解过程遵循PAO途径,即首先Chl a在Chlase的作用下,生成脱植基叶绿素 a;然后在MDcase的作用下,形成脱镁叶绿酸a;同时也存在Chl a先在MDcase的作用下生成脱镁叶绿素a,然后脱去植醇生成脱镁叶绿酸a。接着脱镁叶绿酸a在PAO的催化下生成红色叶绿素衍生物;最后在RCC的催化下形成无色荧光物质。同时1-MCP能抑制脱植基叶绿素a、脱镁叶绿酸a、脱镁叶绿素a的生成,说明1-MCP能延缓叶绿素的降解。

在猕猴桃果实贮藏过程中,脱植基叶绿素a、脱镁叶绿素a和脱镁叶绿酸a是叶绿素a的主要降解产物,其含量呈先上升后下降的趋势,其中脱植基叶绿素a和脱镁叶绿酸a的含量变化趋势分别与Chlase和MDCase活性变化趋势一致,说明这两种酶都会参与猕猴桃Chl的降解,由此推断其降解过程遵循PAO途径。

1.0 μL/L 1-MCP处理可提高猕猴桃果实POD活性,抑制Chlase和MDCase的活性,减缓Chl的降解,抑制脱植基叶绿素a、脱镁叶绿素a、脱镁叶绿酸a的生成,从而延缓果实绿色的降解以及果实的成熟与衰老。

参考文献:

[1] SHI J Y, GAO L P, ZUO J H, et al. Exogenous sodium nitroprusside treatment of broccoli fi orets extends shelf life, enhances antioxidant enzyme activity, and inhibits chlorophyll-degradation[J]. Postharvest Biology and Technology, 2016, 116: 98-104. DOI:10.1016/ j.postharvbio.2016.01.007.

[2] HASPERUÉ J H, GÓMEZ-LOBATO M E, CHAVES A R, et al. Time of day at harvest affects the expression of chlorophyll degrading genes during postharvest storage of broccoli[J]. Postharvest Biology and Technology, 2013, 82(4): 22-27. DOI:10.1016/j.postharvbio.2013.02.021.

[3] BÜCHERT A M, CIVELLO P M, MARTÍNEZ G A. Chlorophyllase versus pheophytinase as candidates for chlorophyll dephytilation during senescence of broccoli[J]. Journal of Plant Physiology, 2011, 168(4): 337-343. DOI:10.1016/j.jplph.2010.07.011.

[4] AIAMLA-OR S, SHIGYO M, ITO S, et al. Involvement of chloroplast peroxidase on chlorophyll degradation in postharvest broccoli fi orets and its control by UV-B treatment[J]. Food Chemistry, 2014, 165(3): 224-231. DOI:10.1016/j.foodchem.2014.05.108.

[5] 王阳光. 采后青梅果实叶绿素降解机制及保绿措施的研究[D]. 杭州:浙江大学, 2003: 48.

[6] YANG X T, ZHANG Z Q, JOYCE D, et al. Characterization of chlorophyll degradation in banana and plantain during ripening at high temperature[J]. Food Chemistry, 2009, 114(2): 383-390. DOI:10.1016/ j.foodchem.2008.06.006.

[7] 陈科伟. 青花椒干燥时叶绿素的酶降解机理及其护色技术的研究[D].重庆: 西南大学, 2012: 3.

[8] CHAROENCHONGSUK N, IKEDA K, ITAI A, et al. Comparison of the expression of chlorophyll-degradation-related genes during ripening between stay-green and yellow-pear cultivars[J]. Scientia Horticulturae, 2015, 181: 89-94. DOI:10.1016/j.scienta.2014.10.005.

[9] SRILAONG V, AIAMLA-OR S, SOONTORNWAT A, et al. UV-B irradiation retards chlorophyll degradation in lime (Citrus latifolia, Tan.) fruit[J]. Postharvest Biology and Technology, 2011, 59(1): 110-112. DOI:10.1016/j.postharvbio.2010.07.006.

[10] VERGARA-DOMÍNGUEZ H, RÍOS J J, GANDUL-ROJAS B, et al. Chlorophyll catabolism in olive fruits (var. Arbequina and Hojiblanca) during maturation[J]. Food Chemistry, 2016, 212: 604-611. DOI:10.1016/j.foodchem.2016.06.020.

[11] 张丽华. 猕猴桃果实制浆中叶绿素降解机理及其护绿方法研究[D].杨凌: 西北农林科技大学, 2012: 54.

[12] HARPAZSAAD S, AZOULAY T, ARAZI T, et al. Chlorophyllase is a rate-limiting enzyme in chlorophyll catabolism and is posttranslationally regulated[J]. Plant Cell, 2007, 19(3): 1007-1022. DOI:10.1105/tpc.107.050633.

[13] GÓMEZ-LOBATO M E, HASPERUÉ J H, CIVELLO P M, et al. Effect of 1-MCP on the expression of chlorophyll degrading genes during senescence of broccoli (Brassica oleracea L.)[J]. Scientia Horticulturae, 2012, 144: 208-211. DOI:10.1016/j.scienta.2012.07.017.

[14] TANG L, OKAZAWA A, FUKUSAKI E, et al. Removal of magnesium by Mg-dechelatase is a major step in chlorophyll-degrading pathway in Ginko biloba in process of autumnal tints[J]. Zeitschrift Fur Naturforschung. C, A Journal of Biosciences, 2000, 55(11/12): 923-926. DOI:10.1515/znc-2000-11-1213.

[15] SHEMER T A, HARPAZ-SAAD S, BELAUSOV E, et al. Citrus chlorophyllase dynamics at ethylene-induced fruit color-break: a study of chlorophyllase expression, posttranslational processing kinetics, and in situ intracellular localization[J]. Plant Physiology, 2008, 148: 108-118. DOI:10.1104/pp.108.124933.

[16] SCHELBERT S, AUBRY S, BURLA B, et al. Pheophytin pheophorbide hydrolase (pheophytinase) is involved in chlorophyll breakdown during leaf senescence in Arabidopsis[J]. Plant Cell, 2009, 21(3): 767-785. DOI:10.1105/tpc.108.064089.

[17] 王绘艳. 小麦叶绿素和脱镁叶绿素酶基因的作用及表达分析[D]. 太谷: 山西农业大学, 2015: 7.

[18] 任亚梅, 唐远冒, 李光辉, 等. 猕猴桃贮藏保鲜过程中1-MCP处理临界浓度的研究[J]. 中国食品学报, 2013, 13(1): 107-111.

[19] 任亚梅. 猕猴桃果实叶绿素代谢及生理特性研究[D]. 杨凌: 西北农林科技大学, 2009: 23.

[20] ZHANG Donglin, QUANTICK P C. Effects of Chitosan coating on enzymatic browning and decay during postharvest storage of litchi fruit (Lichi chinensis Sonn.) [J]. Postharvest Biology and Technology, 1997, 12(2): 195-202. DOI:10.1016/S0925-5214(97)00057-4.

[21] IRIYAMA K, OGURA N, TAKAMIYA A. A simple method for extraction and partial purifi cation of chlorophyll from plant material, using dioxane[J]. Journal of Biochemistry, 1974, 76(4): 901-904.

[22] FUKASAWA A, SUZUKI Y, TERAI H, et al. Effects of postharvest ethanol vapor treatment on activities and gene expression of chlorophyll catabolic enzymes in broccoli florets[J]. Postharvest Biology and Technology, 2010, 55(2): 97-102. DOI:10.1016/ j.postharvbio.2009.08.010.

[23] HORNERO-MÉNDEZ D, MÍNGUEZ-MOSQUERA M I. Chlorophyll disappearance and chlorophyllase activity during ripening of Capsicum annuum L fruits[J]. Journal of the Science of Food and Agriculture, 2002, 82(13): 1564-1570. DOI:10.1002/jsfa.1231.

[24] AMIR-SHAPIRA D, GOLDSCHMIDT E E, ALTMAN A. Chlorophyll catabolism in senescing plant tissues: in vivo breakdown intermediates suggest different degradative pathways for Citrus fruit and parsley leaves[J]. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America, 1987, 84(7): 1901-1905. DOI:10.1073/ pnas.84.7.1901.

[25] VICENTINI F, ITEN F, MATILE P. Development of an assay for Mg-dechelatase of oilseed rape cotyledons, using chlorophyllin as the substrate[J]. Physiologia Plantarum, 1995, 94(1): 57-63. DOI:10.1111/ j.1399-3054.1995.tb00784.x.

[26] CANJURA F L, SCHWARTZ S J, NUNES R V. Degradation kinetics of chlorophylls and chlorophyllides[J]. Journal of Food Science, 1991, 56(6): 1639-1643. DOI:10.1111/j.1365-2621.1991.tb08660.x.

[27] WANG Huicong, HUANG Xuming, HU Guibing, et al. A comparative study of chlorophyll loss and its related mechanism during fruit maturation in the pericarp of fast-and slow-degreening litchi pericarp[J]. Scientia Horticulturae, 2005, 106(2): 247-257. DOI:10.1016/j.scienta.2005.03.007.

[28] CANO M P, MARIN M A. Pigment composition and color of frozen and canned kiwifruit slices[J]. Journal of Agricultural and Food Chemistry, 1992, 40(11): 2141-2146. DOI:10.1021/jf00023a020.

[29] CELIK A, ERCISLI S, TURGUT N. Some physical, pomological and nutritional properties of kiwifruit cv. Hayward[J]. International Journal of Food Sciences and Nutrition, 2007, 58(6): 411-418. DOI:10.1080/09637480701252518.

[30] NISHIYAMA I, FUKUDA T, OOTA T. Genotypic differences in chlorophyll, lutein, and β-carotene contents in the fruits of Actinidia species[J]. Journal of Agricultural and Food Chemistry, 2005, 53(16): 6403-6407. DOI:10.1021/jf050785y.

[31] CHENG Yudong, DONG Yu, YAN Hongbo, et al. Effects of 1-MCP on chlorophyll degradation pathway-associated genes expression and chloroplast ultrastructure during the peel yellowing of Chinese pear fruits in storage[J]. Food Chemistry, 2012, 13(2): 415-422. DOI:10.1016/j.foodchem.2012.05.017.

[32] 甘志军. 叶绿素降解相关酶类性质及其降解机制研究[D]. 泰安: 山东农业大学, 2003: 12.

[33] DISSANAYAKE P K, YAMAUCHI N, SHIGYO M. Chlorophyll degradation and resulting catabolite formation in stored Japanese bunching onion (Allium fistulosum L.)[J]. Journal of the Science of Food and Agriculture, 2010, 88(11): 1981-1986. DOI:10.1002/ jsfa.3307.

[34] AIAMLAOR S, KAEWSUKSAENG S, SHIGO M, et al. Impact of UV-B irradiation on chlorophyll degradation and chlorophylldegrading enzyme activities in stored broccoli (Brassica oleracea L. Italica Group) fi orets[J]. Food Chemistry, 2010, 120(3): 645-651. DOI:10.1016/j.foodchem.2009.10.056.

Mechanism of Chlorophyll Degradation and Effect of 1-MCP Treatment on Chlorophyll Metabolism in Postharvest Kiwifruit

SONG Xiaoqing1,2, REN Yamei1,*, ZHANG Yanyi1, SHI Junling3, FAN Mingtao1
(1. College of Food Science and Engineering, Northwest A & F University, Yangling 712100, China; 2. College of Food Science, Shanxi Normal University, Linfen 041000, China; 3. School of Life Sciences, Northwestern Polytechnical University, Xi’an 710072, China)

Abstract:Kiwifruits (Actinidia deliciosa cv. Qinmei) were treated at harvest with 1-methylcyclopropene (1-MCP) and then stored at (0.0 ± 0.5) ℃. The mechanism of chlorophyll degradation and the effect of 1-MCP treatment on the contents of chlorophyll and its derivatives and the activities of related enzymes were studied. The results showed that chlorophyllide a, pheophorbide a and pheophytin a were the major degradation products of chlorophyll a during storage. The contents of these three derivatives increased initially and then decreased during storage. The changes in the contents of chlorophyllide a and pheophorbide a were in accordance with the changes in the activities of chlorophylase and Mg-dechelatase, respectively. Therefore, chlorophyll degradation followed the degradation pathway of pheophorbide a oxygenase. The treatment with 1.0 μL/L 1-MCP increased the activity of peroxidase and delayed the maturity and senescence of kiwifruits. 1-MCP inhibited the activities of chlorophylase and Mg-dechelatase, and slowed down the degradation of chlorophyll. 1-MCP restrained the production of chlorophyllide a, pheophytin a and pheophorbide a, and thus delayed the maturity and senescence of kiwifruits. These results provide a theoretical basis for the application of 1-MCP to delay chlorophyll degradation in kiwifruit.

Key words:kiwifruit; chlorophylase; Mg-dechelatase; 1-methylcyclopropene (1-MCP); chlorophyll a derivatives

DOI:10.7506/spkx1002-6630-201717042

中图分类号:TS255.3

文献标志码:A

文章编号:1002-6630(2017)17-0260-06引文格式:

收稿日期:2016-08-15

基金项目:西北农林科技大学推广项目(NYY2013-56);“十二五”国家科技支撑计划项目(2015BAD16B02);公益性行业(农业)科研专项(1-042)

作者简介:宋小青(1988—),女,硕士,研究方向为果蔬贮藏与加工。E-mail:qing4066@126.com

*通信作者:任亚梅(1970—),女,副教授,博士,研究方向为果蔬贮藏与加工。E-mail:715189648@qq.com