酿酒酵母W5单倍体的制备及其代谢水平分析

王长丽1,2,佟天奇1,2,刘文娟1,2,张云野1,2,宋 刚1,2,葛菁萍1,2,*

(1.黑龙江大学生命科学学院,微生物学黑龙江省高校重点实验室,黑龙江 哈尔滨 150080;2.黑龙江大学 农业微生物技术教育部工程研究中心,黑龙江 哈尔滨 150500)

摘 要:为获得遗传稳定的单倍体酵母菌株,本实验以二倍体酿酒酵母Saccharomyces cerevisiae W5为出发菌株,优化单倍体制备和分离的条件,获得单倍体细胞;利用随机孢子分析法和MAT-聚合酶链式反应法对单倍体菌株进行分离和鉴定,通过连续传代培养的方式验证单倍体菌株的稳定性,并从代谢水平分析单倍体菌株的发酵性能。研究表明:S. cerevisiae W5在改良SPM培养基中30 ℃条件下培养8 d,产孢率最高为(35.57±0.82)%。经30 mg/mL蜗牛酶液处理2 h后,菌悬液的孢子释放率达到(47.06±0.23)%。本实验共分离出7 株单倍体菌株,其中菌株S. cerevisiae H14(MAT-a)遗传性能最稳定。当以葡萄糖为底物,30 ℃、150 r/min发酵30 h,乙醇质量浓度达到最大,为(40.46±1.06)g/L,较S. cerevisiae W5发酵24 h乙醇最大质量浓度(51.65±2.39)g/L下降了21.67%,乙酸、乙偶姻的产量分别提高了12.7%和57.14%,获得理想的单倍体菌株。本实验为S. cerevisiae单倍体的制备提供了一定研究经验,也丰富了酵母遗传学研究的理论基础。

关键词:酿酒酵母;单倍体制备;验证;代谢分析

近年来,利用国际公认安全微生物酿酒酵母(Saccharomyces cerevisiae)生产一些在食品、医药和能源等领域有着广泛应用的平台化合物受到研究者的极大关注[1-2]。作为模式生物,S. cerevisiae被认为是最具潜力的大规模生产菌种。但是,野生型S. cerevisiae的主产物为乙醇,而且其自身某些产物的代谢途径被抑制或者不完整,故S. cerevisiae只能合成痕量的或者基本不产生目标产物,大多以其前体物质形式存在,如2,3-丁二醇[3-4]等。因此,若想有效地提高目标产物产量,必须提升原始菌株的生产性能。随着分子生物学技术的飞速发展,人们对S. cerevisiae进行代谢工程改造,从而定向提高目标产物产量。改造思路主要集中在2 个方面[5-7]:一是敲除主产物代谢途径中的关键酶基因;二是将目标产物途径关键酶基因导入野生型S. cerevisiae中,诱导其过量表达。然而酵母细胞的优势形态为二倍体[8],无形中给菌株改造带来了许多困扰。例如,在连续敲除二倍体S.cerevisiae细胞相关酶基因时,既增加了选择抗性标记的困扰,又造成了菌株生长的压力。而且目标基因导入二倍体酵母细胞后,在连续传代过程中呈现出不稳定性。

研究表明,诱导S. cerevisiae产生子囊孢子进而分离单倍体是进行酵母代谢工程改造的重要手段之一,对于获得稳定性和代谢性能均良好的工程菌株具有重要意义。酵母基因组倍性复杂,这是基因修饰后的菌株稳定性差的主要原因。单倍体酵母只有一套染色体,遗传背景相对简单,所以更适合作为代谢工程改造的出发菌株[9-11]。S.cerevisiae存在单倍体和二倍体2 种形态[12],由于MAT基因座的信息差异,单倍体细胞被分为a和α两种接合型,每种接合型的单倍体酵母细胞均可以产生外激素以吸引异性,因此二者可以交配形成二倍体细胞。但是在二倍体细胞中,这种交配应答是被抑制的[13]。此外,单倍体酵母细胞每经历一个生命周期就会发生接合型转换,这是由一种核酸内切酶的基因HO所诱导,其功能是在MAT交配型位点处产生特异性双链断裂,完成沉默的供体位点和活化位点之间的信息转换,从而实现酵母细胞的同宗配合或异宗配合[14]。同宗配合菌株可以自我繁殖,由于HO作用将自身的母细胞转变成与子细胞相反的配型进行交配[15]。另有研究表明二倍体产孢过程与减数分裂相关联,在减数分裂I期,同源染色体联会非姐妹染色单体交叉互换,促进染色体上的基因发生重排[16-17],使得筛选性状较好的单倍体细胞成为可能。

本研究以S. cerevisiae为出发菌株,旨在获得1株生长性能好、碳源流向乙醇途径相对减弱的单倍体S. cerevisiae菌株,使其能更多地积累目的产物2,3-丁二醇的前体物质乙偶姻。选取不同的产孢培养基进行产孢实验,确定最适的产孢培养基;利用随机孢子分析法[18]和MAT-聚合酶链式反应(polymerase chain reaction,PCR)法[19]分离并鉴定单倍体菌株;通过连续传代培养,观察单倍体细胞及菌落形态,鉴定是否含有HO,并从代谢水平上研究单倍体菌株的代谢物变化情况,最终选取主产物途径被削减,目标产物或其前体物质含量增加的单倍体,为后续实验的进行做好准备工作。

1 材料与方法

1.1 材料

1.1.1 试剂与菌株

Tris-HCl(pH 8.0)缓冲液 上海生物工程有限公司;蜗牛酶 上海蓝季科技发展有限公司;β-巯基乙醇、NaCl、脱色液(3%酸性乙醇溶液)、番红花红T天津市科密欧化学试剂有限公司;TritonX-100 上海索莱宝生物科技有限公司;二硫苏糖醇(dithiothreitol,DTT) 上海翊圣生物科技有限公司;石碳酸复红、吕氏美兰 南京森贝伽生物科技有限公司;孔雀石绿 天津市天新精细化工开发中心;生物素 武汉艾美捷科技有限公司;肌醇 天津市光复精细化工研究所;琥珀酸 天津市致远化学试剂有限公司;Taq DNA polymerase、dNTP Mixture 天根生化科技有限公司。

本实验所用菌株见表1,其中S. cerevisiae W5用作单倍体分离,标准单倍体S. cerevisiae W303-1A[20]用于鉴定单倍体。酵母细胞培养条件为30 ℃、140 r/min。

表1 实验所用菌株基因型与来源
Table 1 Yeast strains used in this study

1.1.2 培养基

YPD培养基:蛋白胨20 g/L,酵母提取物10 g/L,葡萄糖20 g/L,蒸馏水定容至1 L,108 ℃灭菌20 min,琼脂粉20 g/L,用于S. cerevisiae W5的培养。改良YPD培养基:葡萄糖100 g/L,蛋白胨3 g/L,酵母提取物8 g/L,25 mg/L ZnSO4·7H2O,108 ℃高压湿热灭菌20 min,琼脂粉20 g/L,用于产孢前S. cerevisiae W5培养。

产孢培养基[9,21]:McClary培养基:酵母粉2.5 g/L、KCl 1.8 g/L、乙酸钠8.2 g/L、琼脂粉20 g/L;Kleyn培养基:蛋白胨2.5 g/L、NaCl 0.62 g/L、乙酸钠5 g/L、琼脂粉20 g/L;SPM培养基:酵母粉2.5 g/L、乙酸钾10 g/L、KH2PO41 g/L、琼脂粉20 g/L;改良SPM培养基:在SPM培养基上补加23.6 g/L琥珀酸,0.125 g/L ZnSO4·7H2O,2 μg/L生物素,100 μg/L肌醇,pH 6.0;醋酸盐培养基:酵母粉2.5 g/L、乙酸钠8.2 g/L、pH 4.8,琼脂粉20 g/L;改良醋酸盐培养基:在醋酸盐培养基基础上补加23.6 g/L琥珀酸,0.125 g/L ZnSO4·7H2O,2 μg/L生物素,100 μg/L肌醇,pH 4.8。用于S. cerevisiae W5产孢培养。

发酵培养基:葡萄糖80 g/L、蛋白胨20 g/L、无氨基酸酵母氮源3.4 g/L、KH2PO411.8 g/L、K2HPO43 g/L、(NH4)2SO410 g/L、pH 5.0,108 ℃灭菌20 min,用于酵母菌葡萄糖摇瓶发酵。

1.1.3 引物

MAT-PCR法用于鉴定单倍体,HO用于单倍体稳定性的研究,涉及的引物见表2,引物由上海生工生物工程有限公司合成。

表2 验证单双倍体的引物
Table 2 List of primers used to verify haploid and diploid

1.2 仪器与设备

LC-20A高效液相色谱(high performance liquid chromatography,HPLC)仪 日本岛津公司;BX43正置荧光显微镜 美国Olympus有限公司;DHP-9272电热恒温培养箱 上海一恒科学仪器有限公司;22R台式离心机 美国Beckman公司;XB-K-25血球计数板上海市求精生化试剂仪器有限公司;DK-S24恒温水浴锅上海精宏实验设备有限公司。

1.3 方法

1.3.1 最佳产孢培养基的筛选

将活化好的S. cerevisiae W5接种于改良YPD培养基上,30 ℃培养2~3 d,直至单菌落出现。挑取单菌落转接于产孢培养基上,30 ℃培养3~10 d,每天定量取样镜检,观察孢子的形成情况,采用血球计数法计算产孢率和孢子释放率,分别按公式(1)和(2)进行计算:

通过产孢率确定最佳的培养时间,并通过孔雀石绿-番红对子囊孢子进行染色,验证孢子的产生情况。

1.3.2 诱导S. cerevisiae W5单倍体分离、富集和验证

参照文献[22-23]分离方法,利用Tris-HCl(pH 8.0)缓冲液稀释孢子菌悬液(1×108CFU/mL),吸取2 mL,6 000 r/min离心5 min,重复2 次。向收集菌体中加入蜗牛酶液(均含1%巯基乙醇,起始的蜗牛酶质量浓度为100 mg/mL),终质量浓度分别为10、20、30、40、50 mg/mL,分别于37 ℃恒温水浴0.5、1、2、4、8、10 h,每20 min振荡一次,取样镜检,观察不同蜗牛酶质量浓度对子囊孢子破壁的影响,并计算孢子释放率。子囊孢子破壁结束后,9 700×g离心1 min,收集菌体,加入400 μL 0.5% TritonX-100和4 μL 10 mmol/L DTT重悬菌液,58 ℃热激10 min,4 ℃离心收集孢子,溶于2 mL STD溶液(0.1 g NaCl溶于10 mL 0.05% TritonX-100),梯度稀释10-5、10-6、10-7倍后涂布于YPD平板上。培养3 d,挑取较小的菌落进行MAT-PCR,并进行形态学观察。其中PCR程序:94 ℃ 5 min;94 ℃ 30 s,55 ℃ 30 s,72 ℃ 30 s,进行30 个循环;72 ℃ 10 min。反应体系:含Mg2+10×Taq Buffer 2.0 µL,2.5 mmol/L dNTP 0.8 µL,MAT-F、MAT-a、MAT-α各0.5 µL,模板DNA 1.0 µL,ddH2O 4.5 µL,2.5 U/µL Taq DNA聚合酶0.2 µL。

1.3.3 单倍体菌株传代培养与鉴定

将分离得到的单倍体以5%接种量接种至YPD液体培养基中,培养10 代,利用PCR法扩增HO基因。具体反应程序如下:94 ℃ 5 min;94 ℃ 30 s,55 ℃ 30 s,72 ℃ 2 min,进行30 个循环;72 ℃ 10 min。反应体系:含Mg2+10×Taq Buffer 2.5 µL,2.5 mmol/L dNTP 2.0 µL,HO-up和HO-down各1.0 µL,模板DNA 1.0 µL,ddH2O 17 µL,2.5 U/µL Taq DNA聚合酶0.5 µL。

1.3.4 单倍体菌株的摇瓶发酵性能测定

将菌株接种到YPD液体培养基中,30 ℃、140 r/min培养至对数生长期,以5%接种量分别转接至150/500 mL发酵培养基中,30 ℃、150 r/min培养72 h,每6 h取3 mL,测定其OD600nm和pH值。同时取样1 mL,稀释100 倍,12 000 r/min离心10 min,利用HPLC检测葡萄糖、乙醇、甘油、乙酸和乙偶姻含量。

1.4 数据统计

采用SPSS 18.0统计软件进行统计学分析,数据以±s表示,多组间比较采用方差分析,组内比较采用LSD-t检验,P小于0.05表示差异显著。

2 结果与分析

2.1 最佳产孢培养基的选择

2.1.1 培养基和培养时间对S. cerevisiae W5产孢率的影响

如图1所示,S. cerevisiae W5在6 种产孢培养基中,产孢率由大到小分别是改良SPM培养基>改良醋酸盐培养基>醋酸盐培养基>SPM培养基>McClary培养基>Kleyn培养基,因此改良SPM培养基比较适合S. cerevisiae W5。S. cerevisiae W5在改良SPM培养基上产孢率最高为(35.57±0.82)%。除Kleyn培养基外其他培养基均能使原始菌株W5产孢,产孢率随培养时间的延长先上升后趋于平稳,5~8 d时产孢率明显增高,培养至10 d时子囊孢子生长基本停止。因此,选择培养至8 d时的子囊孢子较好,此时孢子产量和活性较高。

图1 不同产孢培养基(A)和培养时间(B)对酵母W5产孢率的影响Fig. 1 Effects of different culture media (A) and culture time (B) on sporulation rate of S. cerevisiae W5

2.1.2 S. cerevisiae W5产孢验证结果

图2 孔雀石绿-番红染色的显微观察(×1 600)
Fig. 2 Microscopic examination of S. cerevisiae W5 with malachite green-safranine staining (× 1 600)

如图2所示,S. cerevisiae W5的孢子多数为3 孢和2 孢,只有在SPM培养基或改良SPM培养基中有少数的4 孢产生,这说明细胞完成了减数分裂II期,即“四联体”阶段。染色结果可以清楚地观察到改良SPM培养基有少量4 个子囊孢子的形成,这进一步说明生物素和肌醇的添加促进了细胞完成减数分裂II期。所以,改良SPM培养基是S. cerevisiae W5的最佳产孢培养基,并成功验证了培养8 d时,S. cerevisiae W5的产孢情况。

2.2 单倍体的制备结果

2.2.1 蜗牛酶质量浓度对S. cerevisiae W5孢子释放率的影响

表3 不同蜗牛酶质量浓度处理不同时间对孢子释放率的影响
Table 3 Effect of snailase concentration on spore release rate

由表3可知,蜗牛酶质量浓度的差异对S. cerevisiae W5子囊孢子的释放率有较大影响,S. cerevisiae W5的孢子释放率随蜗牛酶质量浓度的增加而先增高后降低;相同质量浓度下,随处理时间的延长,孢子释放率也呈现出先增后降的特点,处理10 h时尤为明显。可能原因在于酶解时间过长,使子囊孢子的孢子壁再次裂解。所以最终选择终质量浓度为30 mg/mL时的蜗牛酶处理2 h为最佳破壁条件。

2.2.2 单倍体菌株的分离与鉴定

子囊孢子分离和富集后在YPD培养基上形成若干单菌落,随机挑取较小的单菌落,由MAT-PCR法鉴定,由图3可知,404 bp处条带为MAT-α型,544 bp处条带为MAT-a型,而两处均有条带的则为二倍体菌株。将鉴定配型后的菌株活化,并按照图3数字顺序命名菌株为H1~H16。理想状态下单倍体菌株性能稳定,生长良好,产乙醇能力能够适当减弱,使更多的碳源流向乙偶姻,与原始菌株W5相比,积累量有一定的提高。

图3 单倍体与二倍体的PCR扩增验证结果
Fig. 3 Identification of haploid and diploid strains by PCR amplification

2.3 单倍体菌株筛选

将鉴定为单倍体的菌株经连续传代后发现有7 株较为稳定,分别为S. cerevisiae H1/H2/H5/H6/H14/H8/H9。其中,S. cerevisiae H1/H2/H5/H6/H8为MAT-α型,S. cerevisiae H14/H9则为MAT-a型。PCR扩增HO,如图4所示,除S. cerevisiae H14(MAT-a)外,均在1 772 bp处出现清晰的条带,与理论值一致。

图4 单倍体HO的PCR扩增结果
Fig. 4 PCR amplification of HO of seven haploid strains

为了验证S. cerevisiae H14(MAT-a)是否存在HO,再次以原始菌株W5基因组DNA为阳性对照,H2O为阴性对照,PCR扩增HO。如图5和图6所示,阳性对照组在1 772 bp处有清晰条带,而S. cerevisiae H14和阴性对照组均没有条带,表明S. cerevisiae H14确实为HO缺失株。原因可能是二倍体(MAT-a/α)存在隐性致死基因,在减数分裂过程中导致基因缺失。

图5 单倍体HO PCR扩增结果
Fig. 5 PCR amplification of HO of haploid H14

图6 单倍体及二倍体的PCR扩增验证结果
Fig. 6 PCR amplification of haploid H14 and diploid W5

2.4 显微形态观察

图7 显微形态观察
Fig. 7 Microscopic observations of S. cerevisiae H14 and S. cerevisiae W5

如图7所示,S. cerevisiae H14(MAT-a)细胞呈圆球形、小(3~6 μm)、易聚集在一起;菌落为乳白色、呈隆起状、湿润、边缘光滑。而S. cerevisiae W5细胞较大(5~10 μm)分散、呈椭圆形,菌落直径为0.5~0.6 cm。

2.5 单倍体发酵性能检测结果

图8 S. cerevisiae H14和S. cerevisiae W5发酵性能
Fig. 8 Fermentation curves of S. cerevisiae H14 and S. cerevisiae W5

由图8可知,随着葡萄糖的消耗,菌体大量繁殖,单倍体菌株S. cerevisiae H14(MAT-a)生长速率略低于S. cerevisiae W5(MAT-a/α),但二者差异不显著(P>0.05)。在整个发酵过程中,S. cerevisiae W5的乙醇质量浓度始终高于单倍体菌株S. cerevisiae H14(MAT-a)。S. cerevisiae H14在发酵30 h乙醇质量浓度达到最大为(40.46±1.06)g/L,较S. cerevisiae W5发酵24 h乙醇最大质量浓度((51.65±2.39)g/L)下降了21.67%(P<0.05)。

但S. cerevisiae H14(MAT-a)乙酸和乙偶姻质量浓度高于S. cerevisiae W5,在发酵24 h时,分别较S. cerevisiae W5提高了12.70%和57.14%(P<0.05)。pH值则呈现先降低后趋于平稳的趋势,且S. cerevisiae H14(MAT-a)略高于S. cerevisiae W5。而甘油在发酵过程中呈先升后降趋势,在发酵30 h,S. cerevisiae H14(MAT-a)甘油质量浓度要高于S. cerevisiae W5,并较其提高了60.14%(P<0.05),这意味着乙醇质量浓度的变化影响了代谢途径中其他副产物的变化,原因可能是S. cerevisiae倍型的改变对其代谢途径产生了影响,减少了主产物乙醇的合成,又提高了其他产物的含量,如乙酸、乙偶姻、甘油等。

3 讨 论

进行酵母代谢工程改造和遗传学研究尤为关键的一步是诱导酵母产孢[23-24]从而分离单倍体,这既是遗传分析的必需因素,又可为亲本的杂交[23,25]提供条件。原因在于它仅有一套染色体,减少了基因敲除过程中回复突变的概率[11]。S. cerevisiae子囊孢子的形成过程中有两个重要因素[8]:一是营养条件匮乏;二是出发菌株为二倍体。营养匮乏与产孢培养基成分显著相关,在碳源丰富的改良YPD培养基中,葡萄糖可以提供孢子形成的碳源骨架和细胞减数分裂的能量,并促进前体物质的合成。而以醋酸盐为碳源的产孢培养基能够促使酵母产孢,并通过添加少量的维生素,可以在一定程度上提高产孢率。此外,肌醇和生物素同样利于3 孢子或4 孢子的形成,可见孢子萌发过程十分复杂,并且受很多因素影响[26]。当环境中碳、氮源匮乏时[9],适当添加非发酵碳源(如醋酸等),能够诱导孢子的生成[15]。因此本实验所选择的6 种产孢培养基均缺乏碳源且无机盐丰富。其中最适合S.cerevisiae W5产孢的改良SPM培养基,是在SPM培养基基础上添加了琥珀酸、Zn2+、生物素和肌醇等物质。琥珀酸可以维持内部pH值的动态平衡,Zn2+则可以提高酵母细胞减数分裂II期过程中关键酶的活性,并增加胞内3 孢子或4 孢子的生成数量,生物素和肌醇能够促进酵母细胞顺利完成减数分裂II期。

在获得最适产孢培养基后,对S. cerevisiae W5进行产孢培养及孢子的分离。孢子的生长过程分为准备阶段、基因重组、孢子生成转换3 个阶段[16,27-28],孢子的分离通常采用四分子分析和随机孢子分析,由于S. cerevisiae四分子的子囊形成较少,所以本实验采用随机孢子分析法对S. cerevisiae W5进行单倍体的分离。实验过程中鉴于单倍体和二倍体耐热性的差异,采用高温灭活营养细胞的方法[22,24]分离单倍体,经过MAT-PCR法鉴定及连续传代培养后共获得7 株单倍体,PCR扩增后获得1株HO缺失的稳定传代单倍体菌株S. cerevisiae H14(MAT-a)。该菌株经PCR鉴定属于异宗配合的单倍体,能以单倍体形式稳定繁殖,只有在特定环境[29-30]中(即存在与其自身相反配型)才能杂交形成二倍体细胞[15]。摇瓶发酵实验表明,由于S. cerevisiae H14(MAT-a)为单倍体菌株,其生长率略低于S. cerevisiae W5,但二者差异并不显著(P>0.05),而S. cerevisiae W5积累量显著高于S.cerevisiae H14(MAT-a)(P<0.05),S. cerevisiae H14(MAT-a)的乙酸、乙偶姻的产量较S. cerevisiae W5分别提高了12.7%和57.14%,可能是由于乙酸上升导致酸度增加,一定程度上影响菌株生长,与乙醇的积累呈非偶合关系。综上可知,当菌株S. cerevisiae H14(MAT-a)的乙醇产量降低时,菌体生长却变化不大,足以说明菌体碳源分流向其他代谢途径,大量积累副产物乙酸、乙偶姻。乙偶姻产量上升更加证实了这一观点,同时乙偶姻因反馈调节,中和乙酸带来的酸性作用,致使S.cerevisiae H14(MAT-a)的pH值较S. cerevisiae W5相对提高。本实验通过以S. cerevisiae W5为出发菌株制备筛选的S. cerevisiae H14(MAT-a)较为理想,为S. cerevisiae单倍体的制备提供了研究经验,也丰富了酵母遗传学研究的理论基础。

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Preparation and Metabolic Profiling of a Haploid Strain of Saccharomyces cerevisiae W5

WANG Changli1,2, TONG Tianqi1,2, LIU Wenjuan1,2, ZHANG Yunye1,2, SONG Gang1,2, GE Jingping1,2,*
(1. College of Life Sciences, Key Laboratory of Microbiology, Heilongjiang University, Harbin 150080, China;2. Engineering Research Center of Agricultural Microbiology Technology, Ministry of Education, Heilongjiang University, Harbin 150500, China)

Abstract:The experimental conditions to obtain a genetically stable haploid strain from the Saccharomyces cerevisiae diploid strain W5 were optimized in this study. Seven haploid strains were isolated and identified by random spore analysis and MAT-PCR. Then, the stability of the haploid strains was evaluated by continuous passage culture. Ultimately, the fermentation performance of two selected haploid strains was analyzed. The results showed that the highest sporulation rate of the strain W5 of (35.57 ± 0.82)% was acquired when it was cultured on a modified SPM medium at 30 ℃ for 8 days. Spore release rate was (47.06 ± 0.23)% after 2 h treatment of the suspension with 3% snailase. S. cerevisiae H14 (MAT-a) was the most genetically stable among seven haploid strains. Strain H14 gave the highest ethanol production of (40.46 ± 1.06) g/L when cultured at 30 ℃ with glucose as a substrate for 30 h with agitation at 150 r/min, which was 21.67% lower than that of W5 at 24 h, whereas the yields of acetic acid and acetoin were increased by 12.7% and 57.14%, respectively. This research can provide useful information for researchers to prepare haploid S. cerevisiae and also enrich the fundamental theory of yeast genetics.

Keywords:Saccharomyces cerevisiae; haploid; preparation; identification; metabolism analysis

DOI:10.7506/spkx1002-6630-201808010

中图分类号:TS2;C39

文献标志码:A

文章编号:1002-6630(2018)08-0057-07

引文格式:

王长丽, 佟天奇, 刘文娟, 等. 酿酒酵母W5单倍体的制备及其代谢水平分析[J]. 食品科学, 2018, 39(8): 57-63.

DOI:10.7506/spkx1002-6630-201808010. http://www.spkx.net.cn

WANG Changli, TONG Tianqi, LIU Wenjuan, et al. Preparation and metabolic profiling of a haploid strain of Saccharomyces cerevisiae W5[J]. Food Science, 2018, 39(8): 57-63. (in Chinese with English

abstract) DOI:10.7506/spkx1002-6630-201808010. http://www.spkx.net.cn

收稿日期:2017-03-15

基金项目:国家自然科学基金面上项目(31570492;31590492;31470537);

黑龙江省高等学校科技创新团队(农业微生物发酵技术)项目(2012td009)

第一作者简介:王长丽(1992—),女,硕士,研究方向为微生物学。E-mail:wangchangli1992@126.com

*通信作者简介:葛菁萍(1972—),女,教授,博士,研究方向为微生物学。E-mail:gejingping@126.com