蛋白质具有构成新组织、参与物质代谢、提供能量、提供必需氨基酸、增强抵抗力等重要生理功能[1]。蛋白质的营养价值不仅依赖于蛋白质和氨基酸的总含量，还依赖于蛋白质的结构特征。α-螺旋、β-折叠、β-转角和无规卷曲等二级结构是蛋白质中发挥作用的重要组成部分[2-3]，此外蛋白质的三、四级结构中的静电相互作用、氢键、疏水相互作用和蛋白质一级结构中的二硫键在蛋白质结构中也发挥着作用。蛋白质这些结构的变化与其消化行为密切相关[4]。
在不同的加工方式下，蛋白质各级结构的变化不尽相同，同时也对蛋白质的消化行为的影响各不相同。故本文主要对热加工[5-8]、超声波协同[9-10]、超高压[11]等不同处理方式下蛋白质结构与体外消化率之间变化的研究进展进行综述，从而探讨不同加工方式下蛋白质结构变化与体外消化性的关系，以期探明蛋白质结构与营养价值关系并为选择蛋白质的加工方式提供理论指导。
蛋白质体外消化模型主要以蛋白质的消化率为参数，而蛋白质消化率是食物中蛋白质被消化吸收的部分占总蛋白质含量的比例，是评价食物营养价值的重要指标[12]。消化率高的蛋白质在消化后能产生更多的氨基酸，具有更高的营养价值。近几年来，不同种类的蛋白质被用于体外消化模型的研究，其中常见的是谷物蛋白[13]、乳制品蛋白[14]及禽蛋类蛋白[15]等。
在这些蛋白质的体外模型中，单酶一步消化法是指通过一种酶对蛋白质进行水解，其操作相对简单，但由于使用酶的单一性，会影响蛋白质的消化，故测得的体外消化率也相对较低[16]。胃蛋白酶-肠液一步消化法是指将人体的胃液和十二指肠液进行混合加入到所要测的蛋白质中，进行体外模拟消化实验。但由于受到各方面因素的影响，实验重现性较低[17]。胃消化和小肠消化是连续两步模拟的，也是研究体外消化率时最常用的方法之一[18]。此方法是将胃蛋白酶与胰蛋白酶结合。食物首先在模拟胃消化坏境中进行胃蛋白酶消化，接着模拟肠消化环境对食物进行胰蛋白酶消化。在模拟体外消化的过程中，酶也是非常关键的因素。胃液中的酶主要是胃蛋白酶，它与胃酸结合可将食物中的蛋白质初步水解。而小肠中的酶类相对复杂，它主要是由胰蛋白酶、胰凝乳蛋白酶、糜蛋白酶等组合而成，可以进一步水解经胃消化产生的氨基酸和更小的肽[12]。而对于人体内的消化系统的复杂环境，多种酶共同的作用相对于单酶的作用更符合人体内的消化情况[19]。Prandi等[20]在对不同消化酶体系进行研究时，比较了两种消化酶体系（单一酶消化体系和多酶消化体系）对小麦蛋白体外消化率的影响。研究表明，利用多种酶对蛋白质进行消化更能模拟小麦蛋白在胃肠道中的消化行为。各种体外消化模型的优缺点总结见表1。
表1 体外消化模型的优缺点
Table1 Advantages and disadvantages of in vitro digestion models
体外消化模型 优点 缺点单酶一步消化法[16] 操作简便，耗时少 酶相对单一，蛋白质的消化不充分胃蛋白酶-肠液一步消化法[17] 较好地模拟人体的消化环境 易受条件影响，操作难度大，实验重现性低胃-肠两步消化法[18] 实验重现性较好 耗时长，操作较复杂单酶作用[21-22] 简单易操作，模型更标准化 消化率较低多酶体系[23-24] 接近实际情况，实用性较好 考虑因素较多，没有单酶作用标准
在考虑体外消化模型是否能较好地反映出体内消化行为时，有学者建立了小鼠体外消化模型，同时进行了真实小鼠体内消化实验。结果发现，将在胃中不消化的天然β-乳球蛋白注入到小鼠胃内，其经过小肠后可以被消化。同时在模拟体外消化实验中，用胰液素处理天然的β-乳球蛋白也可将其消化。这与真实小鼠体内实验结果是一致的。这些结果说明体外消化模型可以较好地反映真实的人体内消化环境[12]。
蒸煮、杀菌、喷雾干燥、干热处理等热处理在食品加工中被广泛应用[25-27]。这些操作会引起蛋白质结构变化[28]，从而改变蛋白质的功能性质和理化性质。陶汝青等[29]研究热处理对大豆分离蛋白二级结构的影响中发现，随着热处理温度的上升，蛋白质二级结构中α-螺旋含量显著上升，β-折叠含量显著下降，无规卷曲含量显著上升。Sun Minjie等[11]在研究热处理（40～127 ℃）甘薯蛋白二级结构中发现，热处理能显著降低β-折叠含量，显著升高无规卷曲含量和β-转角含量。而这些蛋白质的二级结构变化影响着蛋白质消化行为[30-32]。白明昧等[5]研究发现不同热处理（湿热法和干热法）下大豆蛋白的结构发生显著的改变，其中蛋白质的二级结构中α-螺旋含量、β-折叠含量和α-螺旋与β-折叠比值和无规卷曲含量均不同程度地影响着蛋白质的品质和消化性。其中α-螺旋的含量、无规卷曲含量均与蛋白质体外消化率呈正相关，而β-折叠含量则与体外消化率呈负相关。同时在王中江等[33]模拟大豆蛋白体外消化实验中也发现，随着温度的升高（70～85 ℃），α-螺旋的含量逐渐增加，β-折叠含量则呈减少趋势。且α-螺旋的含量与蛋白质体外消化率呈正相关，而β-折叠含量与体外消化率呈负相关。二硫键作为研究蛋白质一级结构的重要组成结构，也是维持蛋白质结构稳定性的重要因素。在蛋白质的体外消化中也发挥了重要作用。Rocha等[34]发现不同加热温度（60～135 ℃）可以使二硫键发生交联，从而降低大豆蛋白消化率。Duodu等[35]发现高粱蛋白经高强度蒸煮后，其体外消化率会出现一个下降趋势。这是由于高粱蛋白经蒸煮后形成大量的二硫键，而这些二硫键发生交联导致蛋白质体外消化率降低。这些结果都说明二硫键是影响体外消化率的重要因素[4]。蛋白质三、四级结构中的次级键也是影响蛋白质体外消化率的重要因素。赵学伟等[36]发现小米蛋白经过挤压热处理后，蛋白质间的疏水相互作用导致蛋白质发生聚集，导致蛋白质的溶解度降低，从而降低了蛋白质的体外消化率。同时苏钰亭等[37]在研究不同蒸煮方式对大米蛋白消化率影响时发现，低强度蒸煮制备的米饭相对于高强度蒸煮制备的米饭具有较高的蛋白消化率，这是由于蛋白质在高温下变性使得蛋白质间疏水相互作用增强，蛋白质之间相互联结形成沉淀导致消化率降低。
在热处理加工对蛋白质结构及体外消化率的影响中发现，经热处理的蛋白质二级结构中的α-螺旋含量与体外消化率呈正相关，而β-折叠含量则与体外消化率呈负相关。二硫键的交联和蛋白质间疏水相互作用增强都会降低蛋白质的体外消化率。从体外消化率的升降情况来看，在一定温度下，蛋白质的营养价值得到提升，但是过高的温度反而会使蛋白质的营养价值流失。由于热处理下蛋白质结构中二硫键的交联会降低蛋白质的体外消化率，从而影响蛋白质的营养价值，故对如何减少热处理蛋白质间二硫键交联的研究是有必要的。
超声波技术已经广泛应用在食品的加工过程中，且超声波协同处理的手段也在食品加工中得到应用。有研究结果显示，超声波协同处理方法相对于单一的超声处理对蛋白质的结构性能及体外消化率影响更大。李素云[10]在研究超声单独处理和超声协同碱预处理的大米蛋白实验中发现，经超声和超声协同碱预处理后，与未经任何处理的对照组相比，超声和超声协同碱预处理都使得大米蛋白二硫键含量减小。大米蛋白二级结构含量也发生了相对变化，且超声协同碱处理比仅超声单独处理对大米蛋白二级结构影响更大。同时有学者在利用超声波协同碱处理米渣蛋白的实验中发现，这种处理方式会引起二级结构中α-螺旋含量和β-转角含量显著上升，β-折叠含量显著下降，从而使得米渣蛋白结构变得疏散，继而米渣蛋白经消化后多肽含量显著下降，引起了蛋白质体外消化率上升[38]。龙佩[9]在研究超声波协同脱酰胺处理下4 种蛋白质的二级结构与体外消化率的关系中发现，小麦蛋白、大米蛋白和荞麦蛋白体外消化率都与二级结构中β-折叠含量呈负相关；小麦蛋白和荞麦蛋白体外消化率都与二级结构中的α-螺旋含量呈正相关；小麦蛋白和大米蛋白体外消化率都与二级结构中无规卷曲含量呈正相关；小麦蛋白体外消化率与β-转角含量呈正相关；同时在研究蛋白质一级结构变化对体外消化率变化时，二硫键与体外消化率呈负相关，相关性较高。有学者在研究超声协同湿热处理对蛋白质三级结构中次级键与蛋白质体外消化率的影响中发现，超声协同湿热处理相对于传统湿热处理更能减弱蛋白质间的疏水相互作用，从而使得超声协同湿热处理相对于传统湿热处理的体外消化率升高[39]。
在超声波协同处理蛋白质结构变化与体外消化率的关系中发现，蛋白质的二级结构、二硫键和疏水相互作用都影响着蛋白质的体外消化率。且α-螺旋含量与体外消化率呈正相关，β-折叠含量与体外消化率呈负相关，二硫键与体外消化率呈负相关。由于超声波协同处理相对于单一的超声波处理更有助于提升蛋白质体外消化率，故超声波协同处理技术相对于单一的超声波处理更有助于提高蛋白质营养价值。
超高压处理技术，是指将食品密封于柔性包装，在超高压力系统中，通过水或其他液体作为介质，在给予食品一定压力的情况下，达到杀菌和改善食品特性的作用，是一种较为新型的食品加工技术[40]。其较为广泛地应用在果蔬制品[41]、乳制品[42]和水产制品[43]中。
超高压处理不影响蛋白组织的一级结构，会影响蛋白质二级结构的稳定性，对蛋白质的三、四级结构影响较大[44]。在小于150 MPa时可以改变蛋白质四级结构；大于150 MPa时，主要由非共价键维持的蛋白质的三级结构就会发生变化；大于200 MPa时，由于疏水作用和离子相互作用被破坏，蛋白质的二级结构会受到影响[45]。秦影等[46]在研究超高压处理大黄鱼鱼糜蛋白质实验与传统水浴相比时发现，经过超高压处理的大黄鱼鱼糜凝胶蛋白中α-螺旋含量显著增加，β-转角含量和无规卷曲含量显著下降，而β-折叠含量无明显变化。且三级结构较传统水浴处理也有明显变化。在研究蛋白质二级结构变化与超高压处理下体外消化性的关系时，Sun Minjie等[11]发现，随着压强（200～600 MPa）的上升，甘薯蛋白二级结构中β-折叠含量显著上升，无规卷曲含量显著下降，α-螺旋含量显著降低。而甘薯蛋白二级结构与体外消化率没有相关性。有学者对超高压处理对蛋白质三、四级结构变化与体外消化率的关系进行了研究：赵贵川[47]在超高压处理对米渣蛋白的体外消化率的影响实验中，研究了在蛋白质三、四级结构变化对米渣蛋白的酶解效率的影响。结果表明，在一定超高压下，米渣蛋白分子间氢键被打断、疏水相互作用减弱，进而影响了蛋白质的三、四级结构，使得高压处理后的蛋白质结构变得松散，暴露出更多的酶切位点，提高了酶对蛋白质的催化效率，从而提高了蛋白质的可消化性。
超高压通过压缩蛋白质分子体积，改变了蛋白质三、四级结构中次级键，使得蛋白质分子间氢键断裂，疏水作用力减弱及离子键减少，引起蛋白质解聚、分子结构伸展等[48]。这些结果都提高了蛋白质的体外消化率。由于超高压处理不影响蛋白质的一级结构，故超高压处理下，蛋白质一级结构不参与体外消化率的改变。故超高压处理主要通过影响蛋白质三、四结构中的次级键影响着蛋白质的体外消化率。但是过高的压力反而会影响蛋白质的体外消化率，从而影响蛋白质的营养价值。
金属离子是一种常见的用于蛋白质中的诱导剂，其丰富的价态和离子种类对研究蛋白质的体系具有重要的意义。在研究添加金属离子对肌源蛋白结构的影响中发现，蛋白质间静电相互作用力和疏水作用有较大的变化，且随离子强度增加，静电作用减小，从而促进蛋白质分子聚集[49]。刘西海[50]在研究金属离子腌制咸鸭蛋的实验中发现，向蛋清中添加金属离子，会使蛋清蛋白中的β-折叠含量增加。Mohammadian等[51]在研究添加金属离子模拟胃消化阶段乳清蛋白的体外消化率的实验中发现，在带正电荷的网状结构蛋白聚集体中，强静电斥力可以降解水凝胶。从而使得添加不同种类金属离子对蛋白质的体外消化率有不同的影响。例如胃蛋白酶不存在时，添加Ca2＋和Mn2＋相比Zn2＋的体外消化率下降得慢很多，且在存在胃蛋白酶的实验中，添加Zn2＋比添加Ca2＋和Mn2＋的实验组的体外消化率更高。且Zn2＋诱导下的凝胶结构更加的脆弱。而凝胶结构的稳定性主要取决于包括疏水作用、氢键、静电相互作用以及二硫键等的作用[52]。
金属离子处理下蛋白质结构中疏水作用、氢键、静电相互作用等不同程度地影响着蛋白质的体外消化性，且不同金属离子处理下对蛋白质的体外消化率影响也有不同，故对蛋白质的营养价值表现也有不同。但是由于对金属离子处理下的蛋白质二级结构的变化与体外消化率的相关性不是很明确，因此，确定金属离子处理蛋白质二级结构与体外消化性的关系是有必要的。
脱酰胺是运用在众多谷物蛋白质改性中较为常见的一种方法。主要是由于大部分谷物蛋白质中含有酰胺基团。龙佩[9]对4 种谷物蛋白（小麦蛋白、大米蛋白、玉米蛋白和荞麦蛋白）进行脱酰胺改性，研究了脱酰胺处理对4 种谷物蛋白体外消化率的影响。并从蛋白质一级结构中的二硫键、二级结构含量等方面对体外消化率的影响进行了探讨。随着脱酰胺度的上升，4 种蛋白质二级结构中的α-螺旋含量和β-转角含量增加，而β-折叠含量减少；大米蛋白、小麦蛋白和玉米蛋白中的无规卷曲结构含量增加。这些结果表明经脱酰胺处理后，谷物蛋白部分二级结构被破坏形成无规卷曲结构，蛋白质结构变得松散，从而暴露更多酶切位点；同时，由于脱酰胺的处理，使得二硫键向游离巯基转变，从而降低了蛋白质结构间的二硫键含量。这些行为有利于蛋白质的消化，从而使得蛋白质的体外消化率得到提升。且随着脱酰胺度的增加，二硫键与体外消化率呈负相关，蛋白质二级结构中α-螺旋含量与体外消化率呈正相关，β-折叠含量与体外消化率呈负相关。同时经过不同脱酰胺度处理后，蛋白质间的静电排斥作用增强，而蛋白质体外消化率逐渐上升。这说明脱酰胺处理在一定程度上可以改变蛋白质的三、四级结构中的次级键，从而影响蛋白质的体外消化率[53]。
脱酰胺处理可通过减少二硫键含量，使蛋白质的二级结构向无规卷曲变化，从而使得蛋白质的结构变得松散，蛋白质的消化性能得到一定程度的提升，从而提升蛋白质的营养价值。但是脱酰胺处理的研究大多数在谷物蛋白中，故探讨脱酰胺处理是否可以作用于别的蛋白质，从而影响蛋白质的体外消化率具有一定意义。
碱处理米渣分离蛋白过程中，蛋白质发生变性，导致蛋白质分子间二级结构等发生重大变化，且随着碱浓度的增加，蛋白质二级结构中α-螺旋含量和β-转角含量显著减少，β-折叠含量和无规卷曲含量显著增加[54]。阮晓娟[55]在研究碱腌制对蛋清凝胶形成机理中发现，在碱腌制蛋清过程中，随着碱浓度增加和腌制时间延长，离子键和氢键显著下降。且二级结构发生了明显变化。在凝胶形成前，蛋白质二级结构中α-螺旋含量相对减少，β-折叠含量相对增加，蛋白质分子结构有序性降低；而凝胶形成后，蛋白质二级结构中α-螺旋含量和β-折叠含量显著增加，无规卷曲结构逐渐消失，蛋白质分子结构有序性升高。而在研究碱处理对蛋白质体外消化率的影响时发现，碱处理下的大米蛋白相对于经过蛋白酶水解的大米蛋白具有更高的体外消化率。电子显微镜观察碱处理下的大米蛋白变成了小的无定型颗粒，而蛋白酶水解下的蛋白质结构仍然保持着部分完整的结构；且发现由于碱的处理，使得蛋白质变得脆弱和膨胀，这些结果都表明碱处理下引起体外消化率的升高是由蛋白质结构的变化引起的[56]。同时，杨林等[57]在碱处理大米蛋白质一级结构的研究中发现，碱处理可以降低大米蛋白中赖氨酸的含量与精氨酸的含量的比例。而有研究表明，碱处理下大米蛋白中赖氨酸与精氨酸的比值与体外消化率呈显著正相关[58]。故蛋白质中氨基酸的比值会在一定程度上影响蛋白质的消化特性，从而影响蛋白质的营养价值。但是蛋白质的其他结构对体外消化率的相关性有待研究。不同处理方式下蛋白质二级结构变化与体外消化率之间的关系总结见表2。
表2 不同加工方式下蛋白质二级结构与体外消化率的关系
Table2 Relationship between protein secondary structure and in vitro
digestibility with different processing methods
注：—.文献中未指出相关性。
α-螺旋含量 β-折叠含量 β-转角含量 无规卷曲含量变化 体外消化率 变化 体外消化率 变化 体外消化率 变化 体外消化率热处理甘薯蛋白[11] 升高 正相关 降低 负相关 升高 正相关 升高 —热处理大豆蛋白[5,33] 升高 正相关 降低 负相关 无明显变化 — 无明显变化 正相关热处理大豆分离蛋白[29] 升高 — 降低 — 无明显变化 — 升高 —超声波辅助处理玉米蛋白[9] 升高 — 降低 — 降低 — 升高 —超声波辅助处理大米蛋白[9] 升高 — 降低 负相关 升高 — 升高 —超声波辅助处理小麦蛋白[9] 升高 正相关 降低 负相关 降低 正相关 升高 正相关超声波辅助处理荞麦蛋白[9] 升高 正相关 降低 负相关 降低 — 无明显变化 正相关超高压处理甘薯蛋白[11] 降低 不相关 升高 不相关 升高 不相关 降低 不相关超高压处理鱼糜蛋白[46] 升高 — 无明显变化 — 降低 — 降低 —金属离子处理蛋清蛋白[50] 降低 — 升高 — 降低 — 降低 —脱酰胺处理谷物蛋白[53] 升高 — 降低 — 升高 — 升高 —碱处理米渣分离蛋白[54] 降低 — 升高 — 降低 — 升高 —碱处理蛋清蛋白[55] 降低 — 升高 — 升高 — 降低 —加工方式及对象
通过综述不同加工方式处理下蛋白质结构变化与体外消化率的关系发现，不同的加工方式下蛋白质的结构变化是不尽相同的，且在不同加工方式处理下蛋白质的不同结构变化对体外消化率的影响也不尽相同，对蛋白质营养价值的表现也有所不同。在对不同处理方式蛋白一级结构的研究中发现，在热处理、超声协同处理下，二硫键的交联会降低蛋白质的体外消化率，但是脱酰胺处理可以降低二硫键的含量，从而提高蛋白质的体外消化率。在对植物蛋白质二级结构的研究中发现，热处理、超声协同处理和脱酰胺对蛋白质的二级结构中α-螺旋含量的影响增加，对β-折叠含量的影响减少。且这种二级结构的变化与超高压处理和碱处理的结构变化是相反的。对植物蛋白来说，热处理、超声波协同处理和脱酰胺处理下，α-螺旋含量与体外消化率呈正相关，β-折叠含量与体外消化率呈负相关。这也与超高压处理下的植物蛋白与体外消化率的相关性不同；对于动物蛋白来说，金属离子与碱处理对蛋白质二级结构α-螺旋含量的影响是降低的，对β-折叠含量是升高的，这与超高压处理下的动物蛋白是相反的。在研究蛋白质的三、四级结构时发现，不同加工方式主要通过影响蛋白质三、四级结构间的次级键与来影响蛋白质的体外消化率。蛋白质结构间疏水相互作用和静电相互作用的增强会使得体外消化率呈下降趋势。氢键作用的减弱会使蛋白质体外消化率上升。
不同加工方式处理下蛋白质结构变化与体外消化率的关系主要体现在二级结构、疏水作用、静电相互作用、氢键、二硫键等与体外消化率的关系。其中研究较多的是蛋白质的二级结构变化与体外消化率的关系。在研究不同加工方式上蛋白质结构与体外消化性关系的手段不仅在于消化率上，需要更深入研究酶解之后的多肽组学，从而更加有效地解释在不同加工方式下蛋白质结构变化与体外消化性的关系，为探讨不同加工方式处理下的蛋白质营养价值提供参考。
[1] 袁磊, 唐瑜, 刘晓庚. 蛋白质消化率的影响因素研究[J]. 粮食科技与经济, 2015, 40（3）: 43-46. doi:10.16465/j.gste.cn431252ts.20150313.
[2] CRUZ-ANGELES J, MARTÍNEZ L M, VIDEA M. Application of ATR-FTIR spectroscopy to the study of thermally induced changes in secondary structure of protein molecules in solid state[J]. Biopolymers,2015, 103（10）: 574-584.
[3] MURPHY B M, D’ANTONIO J, MANNING M C, et al. Use of the amide II infrared band of proteins for secondary structure determination and comparability of higher order structure[J]. Current Pharmaceutical Biotechnology, 2014, 15（9）: 880-889. doi:10.2174/1 389201015666141012181609.
[4] ORIA M P HAMAKER B R, SCHULL J M. In vitro protein digestibility of developing and mature sorghum grain in relation to α-,β-, and γ-kaf i rin disulf i de crosslinking[J]. Journal of Cereal Science,1995, 22（1）: 85-93. doi:10.1016/S0733-5210（05）80010-4.
[5] 白明昧, 孙泽威, 龙国徽, 等. 热处理对全脂大豆蛋白质分子结构特征、溶解度和体外消化率的影响[J]. 西北农林科技大学学报（自然科学版）, 2016, 44（11）: 31-38. doi:10.13207/j.cnki.jnwafu.2016.11.005.
[6] NYEMB K, GUÉRIN-DUBIARD C, PÉZENNEC S, et al. The structural properties of egg white gels impact the extent of in vitro protein digestion and the nature of peptides generated[J].Food Hydrocolloids, 2016, 54: 315-327. doi:10.1016/j.foodhyd.2015.10.011.
[7] WANG Z J, LI Y, JIANG L Z, et al. Relationship between secondary structure and surface hydrophobicity of soybean protein isolate subjected to heat treatment[J]. Journal of Chemistry, 2014, 2014（5）:1-10. doi:10.1155/2014/475389.
[8] YANG C, WANG Y, VASANTHAN T, et al. Impacts of pH and heating temperature on formation mechanisms and properties of thermally induced canola protein gels[J]. Food Hydrocolloids, 2014,40: 225-236. doi:10.1016/j.foodhyd.2014.03.011.
[9] 龙佩. 超声波和脱酰胺改性对谷物蛋白体外消化率的影响[D]. 无锡: 江南大学, 2015: 29-40.
[10] 李素云. 超声和超声协同碱预处理对大米蛋白酶解效果影响及过程模拟研究[D]. 镇江: 江苏大学, 2017: 42-48.
[11] SUN Minjie, MU Taihua, SUN Hongnan, et al. Digestibility and structural properties of thermal and high hydrostatic pressure treated sweet potato （Ipomoea batatas L.） protein[J]. Plant Foods for Human Nutrition, 2014, 69（3）: 270-275. doi:10.1007/s11130-014-0426-9.
[12] 张艳芳, 董平, 梁兴国. 食物成分消化模型的研究进展[J].食品工业科技, 2013, 34（18）: 356-361. doi:10.13386/j.issn1002-0306.2013.18.020.
[13] NGUYEN T T P, BHANDARI B, CICHERO J, et al. Gastrointestinal digestion of dairy and soy proteins in infant formulas: an in vitro study[J]. Food Research International, 2015, 76（3）: 348-358.doi:10.1016/j.foodres.2015.07.030.
[14] SHANI-LEVI C, LEVI-TAL S, LESMES U. Comparative performance of milk proteins and their emulsions under dynamic in vitro adult and infant gastric digestion[J]. Food Hydrocolloids, 2013, 32（2）: 349-357.doi:10.1016/j.foodhyd.2013.01.017.
[15] ZHAO Y, YAO Y, XU M S, et al. Simulated gastrointestinal digest from preserved egg white exerts anti-inf l ammatory effects on Caco-2 cells and a mouse model of DSS-induced colitis[J]. Journal of Functional Foods, 2017, 35: 655-665. doi:10.1016/j.jff.2017.06.028.
[16] TANG C H, XIN S, YIN S W, et al. Transglutaminase-induced crosslinking of vicilin-rich kidney protein isolate: inf l uence on the functional properties and in vitro digestibility[J]. Food Research International,2008, 41（10）: 941-947. doi:10.1016/j.foodres.2008.07.015.
[17] ALMAAS H, CASES A L, DEVOLD T G, et al. In vitro digestion of bovine and caprine milk by human gastric and duodenal enzymes[J].International Dairy Journal, 2006, 16（9）: 961-968. doi:10.1016/j.idairyj.2005.10.029.
[18] MINEKUS M, ALMINGER M, ALVITO P, et al. A standardised static in vitro digestion method suitable for food: an international consensus[J]. Food & Function, 2014, 5（6）: 1113. doi:10.1039/C3FO60702J.
[19] HUR S J, LIM B O, DECKER E A, et al. In vitro human digestion models for food applications[J]. Food Chemistry, 2011, 125（1）: 1-12.doi:10.1016/j.foodchem.2010.08.036.
[20] PRANDI B, FACCINI A, TEDESCHI T, et al. Qualitative and quantitative determination of peptides related to celiac disease in mixtures derived from different methods of simulated gastrointestinal digestion of wheat products[J]. Analytical & Bioanalytical Chemistry,2014, 406（19）: 4765-4775. doi:10.1007/s00216-014-7858-9.
[21] BROECK H C V D, CORDEWENER J H G, NESSEN M A, et al. Label free targeted detection and quantif i cation of celiac disease immunogenic epitopes by mass spectrometry[J]. Journal of Chromatography A, 2015,1391（1）: 60-71. doi:10.1016/j.chroma.2015.02.070.
[22] ABDEL-AAL E S M. Effects of baking on protein digestibility of organic spelt products determined by two in vitro digestion methods[J].LWT-Food Science and Technology, 2008, 41（7）: 1282-1288.doi:10.1016/j.lwt.2007.07.018.
[23] HE L, WU L, XU Z, et al. Low-protein diets affect ileal amino acid digestibility and gene expression of digestive enzymes in growing and finishing pigs[J]. Amino Acids, 2016, 48（1）: 21-30. doi:10.1007/s00726-015-2059-1.
[24] 游义娇, 佟平, 袁娟丽, 等. 食物蛋白质体外消化模型研究进展[J]. 食品工业科技, 2017, 38（6）: 381-385. doi:10.13386/j.issn1002-0306.2017.06.064.
[25] RAO Q, JEANCARLOR R S, TONYAC S, et al. Accelerated shelflife testing of quality loss for a commercial hydrolysed hen egg white powder[J]. Food Chemistry, 2012, 135（2）: 464-472. doi:10.1016/j.foodchem.2012.05.025.
[26] LECHEVALIER V, JEANTET R, ARHALIASS A, et al. Egg white drying: inf l uence of industrial processing steps on protein structure and functionalities[J]. Journal of Food Engineering, 2007, 83（3）: 404-413.doi:10.1016/j.jfoodeng.2007.03.033.
[27] RAO Q, ROCCA-SMITH J R, LABUZA T P. Storage stability of hen egg white powders in three protein/water dough model systems[J].Food Chemistry, 2013, 138（2/3）: 1087-1094. doi:10.1016/j.foodchem.2012.11.082.
[28] WEIJERS M, BARNEVELD P A, STUART M A C, et al. Heatinduced denaturation and aggregation of ovalbumin at neutral pH described by irreversible fi rst-order kinetics[J]. Protein Science, 2003,12（12）: 2693-2703. doi:10.1110/ps.03242803.
[29] 陶汝青, 夏宁, 滕建文. 热处理对大豆分离蛋白结构和凝胶性的影响[J]. 食品科学, 2018, 39（9）: 60-66. doi:10.7506/spkx1002-6630-201809010.
[30] ZHANG X, YU P. Molecular basis of protein structure in combined feeds （hulless barley with bioethanol coproduct of wheat dried distillers grains with solubles） in relation to protein rumen degradation kinetics and intestinal availability in dairy cattle[J]. Journal of Dairy Science, 2012, 95（6）: 3363-3379. doi:10.3168/jds.2011-5308.
[31] YU P Q. Plant-based food and feed protein structure changes induced by gene-transformation, heating and bio-ethanol processing:a synchrotron-based molecular structure and nutrition research program[J]. Molecular Nutrition & Food Research, 2010, 54（11）:1535-1545. doi:10.1002/mnfr.201000178.
[32] YU P Q. Protein secondary structures （alpha-helix and beta-sheet） at a cellular level and protein fractions in relation to rumen degradation behaviours of protein: a new approach[J]. The British Journal of Nutrition, 2005, 94（5）: 655-665. doi:10.1079/BJN20051532.
[33] 王中江, 张潇元, 隋晓楠, 等. 热处理大豆蛋白体外消化产物结构特征分析[J]. 食品科学, 2017, 38（1）: 20-26. doi:10.7506/spkx1002-6630-201701004.
[34] ROCHA M G P, GENOVESE M I, LAJOLO F M. Albumins from the bean phaseolus vulgaris: effects of heat treatment[J]. Journal of Food Biochemistry, 2002, 26（3）: 191-208. doi:10.1111/j.1745-4514.2002.tb00852.x.
[35] DUODU K G, NUNES A, DELGADILLO I, et al. Effect of grain structure and cooking on sorghum and maize in vitro protein digestibility[J]. Journal of Cereal Science, 2002, 35（2）: 161-174.doi:10.1006/jcrs.2001.0411.
[36] 赵学伟, 魏益民, 王章存, 等. 小米蛋白质的理化特性研究[J]. 粮食与饲料工业, 2011, 12（7）: 34-37. doi:10.3969/j.issn.1003-6202.2011.07.011.
[37] 苏钰亭, 尹涛, 赵思明, 等. 蒸煮模式和大米品种对米饭蛋白质消化特性的影响[J]. 食品科学, 2014, 35（3）: 100-105. doi:10.7506/spkx1002-6630-201403021.
[38] 潘征. 超声波辅助碱处理对米渣蛋白物化性质的影响[D]. 福州: 福建农林大学, 2017: 24-27.
[39] QU W, ZHANG X, CHEN W, et al. Effects of ultrasonic and graft treatments on grafting degree, structure, functionality, and digestibility of rapeseed protein isolate-dextran conjugates[J].Ultrasonics Sonochemistry, 2018, 42: 250-259. doi:10.1016/j.ultsonch.2017.11.021.
[40] 姜雪, 于鹏, 任璐, 等. 超高压对蛋白质结构和致敏性的影响[J]. 食品工业, 2017, 38（8）: 247-250.
[41] 周林燕, 关云静, 毕金峰, 等. 超高压均质技术在鲜榨果蔬汁加工中应用的研究进展[J]. 高压物理学报, 2016, 30（1）: 78-88.doi:10.11858/gywlxb.2016.01.012.
[42] 任杰, 胡志和. 超高压技术在乳品加工中的应用[J]. 核农学报, 2013,27（8）: 1189-1194. doi:10.11869/hnxb.2013.08.1189.
[43] 崔燕, 林旭东, 康孟利, 等. 超高压技术在水产品贮藏与加工中的应用研究进展[J]. 食品科学, 2016, 37（21）: 291-299. doi:10.7506/spkx1002-6630-201621049.
[44] 李明月, 杜钰, 姚晓玲, 等. 超高压处理对蛋白质功能特性的影响[J]. 食品科技, 2018, 43（1）: 50-54. doi:10.13684/j.cnki.spkj.2018.01.009.
[45] 王章存, 徐贤. 超高压处理对蛋白质结构及功能性质影响[J]. 粮食与油脂, 2007, 139（11）: 10-12. doi:10.3969/j.issn.1008-9578.2007.11.003.
[46] 秦影, 汤海青, 欧昌荣, 等. 超高压处理对大黄鱼鱼糜水分状态和蛋白质结构的影响[J]. 农业工程学报, 2015, 31（23）: 246-252.doi:10.11975/j.issn.1002-6819.2015.23.033.
[47] 赵贵川. 超高压处理对米渣蛋白水解物抗氧化活性的影响[D]. 长沙: 中南林业科技大学, 2016: 34-41.
[48] 李仁杰, 廖小军, 胡小松, 等. 超高压对蛋白质的影响[J]. 高压物理学报, 2014, 28（4）: 498-506. doi:10.11858/gywlxb.2014.04.017.
[49] 陈立德. 肌原纤维蛋白凝胶作用力影响因素的研究[D]. 重庆: 西南大学, 2010: 31-39.
[50] 刘西海. 金属离子对蛋清蛋白质结构的影响研究[J]. 中国家禽,2012, 34（1）: 27-31. doi:10.16372/j.issn.1004-6364.2012.01.001.
[51] MOHAMMADIAN M, MADADLOU A. Cold-set hydrogels made of whey protein nanofibrils with different divalent cations[J].International Journal of Biological Macromolecules, 2016, 89: 499-506. doi:10.1016/j.ijbiomac.2016.05.009.
[52] SUN X D, ARNTFIELD S D. Molecular forces involved in heatinduced pea protein gelation: effects of various reagents on the rheological properties of salt-extracted pea protein gels[J].Food Hydrocolloids, 2012, 28（2）: 325-332. doi:10.1016/j.foodhyd.2011.12.014.
[53] 龙佩, 张晖, 王立, 等. 脱酰胺处理对不同谷物蛋白体外消化率的影响[J]. 现代食品科技, 2015, 31（9）: 162-168. doi:10.13982/j.mfst.1673-9078.2015.9.027.
[54] ZHANG Z, WANG Y, DAI C, et al. Alkali extraction of rice residue protein isolates: effects of alkali treatment conditions on lysinoalanine formation and structural characterization of lysinoalanine-containing protein[J]. Food Chemistry, 2018, 261: 176-183. doi:10.1016/j.foodchem.2018.04.027.
[55] 阮晓娟. 碱腌制对蛋壳的影响及蛋清凝胶机理的研究[D]. 武汉: 华中农业大学, 2014: 27-34.
[56] KUMAGAI T, KAWAMURA H, FUSE T, et al. Production of rice protein by alkaline extraction improves its digestibility[J]. Journal of Nutritional Science & Vitaminology, 2006, 52（6）: 467-472.doi:10.3177/jnsv.52.467.
[57] 杨林, 宋欣欣, 栾慧, 等. 碱处理对大米蛋白氨基酸组成与含量的影响[J]. 粮食科技与经济, 2010, 35（5）: 43-44; 46. doi:10.16465/j.gste.2010.05.009.
[58] YANG L, CHEN J H, ZHANG H, et al. Alkali treatment affects in vitro digestibility and bile acid binding activity of rice protein due to varying its ratio of arginine to lysine[J]. Food Chemistry, 2012, 132（2）:925-930. doi:10.1016/j.foodchem.2011.11.068.
Recent Progress in Understanding the Relationship between Protein Structure Change and in Vitro Digestibility after Different Treatments
GUO Weibo, ZHAO Yan, XU Mingsheng, et al. Recent progress in understanding the relationship between protein structure change and in vitro digestibility after different treatments[J]. Food Science, 2019, 40（1）: 327-333. （in Chinese with English abstract）doi:10.7506/spkx1002-6630-20180612-181. http://www.spkx.net.cn