珠磨法破碎小球藻提取类胡萝卜素的动力学及能量消耗分析

陆孔泳1,谢友坪1,2,3,*,赵旭蕊1,贺诗欣1,陈剑锋1,2,3,*

(1.福州大学生物科学与工程学院,福建 福州 350108;2.福建省海产品废弃物综合利用工程技术研究中心,福建 福州 350108;3.福州市海产品高值化利用行业技术创新中心,福建 福州 350108)

摘 要:采用珠磨法破碎小球藻冷冻干燥藻和湿藻细胞,以叶绿素释放量为指标评价细胞破碎程度,分析其细胞破碎过程的动力学情况,同时结合能量消耗情况分析细胞破碎程度对类胡萝卜素提取效果的影响。结果表明:一级动力学方程可较好地拟合小球藻细胞珠磨破碎过程。在类胡萝卜素提取过程中,将冷冻干燥藻和湿藻细胞的破碎率分别控制在70%和90%时,其最佳的类胡萝卜素提取量可分别达6.38 mg/g和6.26 mg/g。通过破碎过程的能量消耗分析,发现湿藻细胞破碎过程消耗的能量要高于冷冻干燥藻;冷冻干燥藻细胞质量浓度在40~160 g/L时,只要输入相同的比能量消耗,均可达到较为一致的细胞破碎率及类胡萝卜素提取效果;而湿藻细胞质量浓度在80 g/L时,可在较低的比能量消耗情况下达到较高的细胞破碎率及类胡萝卜素提取量。本实验结果可为小球藻的细胞破碎过程及其有效成分的开发利用提供一定的理论参考和实验依据。

关键词:小球藻;珠磨法;动力学分析;比能量消耗;类胡萝卜素;细胞破碎

小球藻是普生性单细胞绿藻,具有光合作用效率高、生长速率快等特点,同时在一定培养条件下,藻细胞还可高效积累某一细胞成分,如蛋白质、多糖、油脂和色素等[1],因此在医药、食品及饲料等领域具有广阔的应用前景[2-4]。藻色素如叶绿素是天然的解毒剂,可以促进人体排毒、改善健康状况、缓解溃疡等;类胡萝卜素可作为天然着色剂和抗氧化剂用于食品、化妆品和医药产品等。但这些藻细胞成分大多位于细胞内,分布于细胞质、细胞器中或结合于细胞膜上,被坚韧的细胞壁所包裹,若要高效提取这些有效成分,就必须先对藻细胞进行破碎处理[5-6]

目前用于细胞破碎的方法较多,如微波破碎、超声破碎、高压匀浆破碎、珠磨破碎、化学法破碎、冻融法破碎、酶法破碎等[7-9],但能规模化或应用于工业的细胞破碎方法较少,其中珠磨破碎、高压匀浆破碎和超声破碎法被认为是几种易于放大的细胞破碎方法[7-8,10-11]。Lee等[12]在提取微藻油脂过程中,比较了6 种破碎方式对Botryococcus braunii细胞中油脂萃取的影响,发现采用珠磨破碎法可获得最佳的油脂萃取效率。Chan等[13]研究表明相比超声破碎法,采用珠磨破碎法破碎Scenedesmus obliquus CNW-N细胞可获得最佳的细胞破碎效果。Utomo等[14]在提取微藻叶黄素过程中,发现研磨法对Chlorella sp. ESP-6细胞的破碎效果要优于超声破碎和微波破碎法。Xie Youping等[15]比较了6 种细胞破碎方法对Desmodesmus sp. F51细胞破碎的影响,结果表明采用珠磨破碎法的细胞破碎效果最佳,其次为高压匀浆破碎法。因此,相比于其他细胞破碎方法,珠磨破碎法对各种微藻细胞的破碎效果普遍较好,而且珠磨破碎法已成功规模化应用于工业微生物细胞破碎过程[16]

一般而言,对于大多数生物产品的下游加工过程,其成本投入可占到总成本投入的60%左右[17]。虽然藻细胞破碎过程可显著提高藻细胞成分的提取效率,但其细胞破碎过程中的能量输入却不容忽视[18]。藻细胞组分种类较多,在开发利用过程中,可根据组分特性、生产规模、生产成本及提取方法差异选择合适的细胞破碎程度[9],从而达到提高提取效率、减小能耗、降低生产成本的目的。Angles等[19]采用高压破碎法破碎Nannochloropsis sp.藻细胞,当细胞破碎率为84%时,其油脂萃取得率可达50%。Shun等[20]研究了Botryococcus braunii藻细胞的破碎程度对碳水化合物提取率的影响,分别采用循环粒子干扰器、高压均质机破碎藻细胞,发现其细胞破碎程度分别达2.2%~9.3%、27%~55%时,二者均可明显提高碳水化合物提取率。Grossmann等[21]采用高压均质机破碎Chlorella protothecoides细胞,在藻细胞破碎程度达99.9%时,其可溶性蛋白和不可溶性蛋白提取量分别达(46.3±0.1)、(67.2±1.0)g/100 g。因此,有必要进一步优化珠磨破碎过程,分析其细胞破碎过程的动力学情况,同时结合能量消耗分析细胞破碎程度对细胞有效成分提取的影响,为降低藻细胞破碎过程的成本投入提供指导依据。

本实验以小球藻冷冻干燥藻、湿藻细胞为研究对象,采用珠磨法破碎藻细胞,以叶绿素释放量为指标评价细胞破碎程度,分析其细胞破碎过程的动力学情况,同时结合能量消耗分析细胞破碎程度对类胡萝卜素提取的影响,旨在为小球藻的细胞破碎过程及其有效成分的开发利用提供理论参考和实验依据。

1 材料与方法

1.1 材料与试剂

小球藻(Chlorella sorokiniana)购自中科院水生生物研究所淡水藻种库,编号为FACHB-275。采用BG-11培养基培养小球藻细胞,在光照强度150 μmol/(m2·s)、温度26~28 ℃、通气速率0.15 m3/(m3·min)、连续供应2.5% CO2作为唯一碳源的条件下培养6~7 d,收获藻细胞,即获得湿藻细胞。将所收获藻体置于冷冻干燥机中干燥24 h即获得冷冻干燥藻细胞。

0.5 mm玻璃珠 上海奥然科贸有限公司;乙醇、氢氧化钾(均为分析纯) 国药集团化学试剂有限公司。

1.2 仪器与设备

AB104N电子天平 德国Sartorius公司;U-2001紫外-可见分光光度计 日本Hitachi公司;TDL-40B低速台式大容量离心机、TGL-16G高速离心机 上海安亭科学仪器厂;Minibeadbeater-16研磨珠破碎仪 美国Biospec公司;RCT B S25型磁力搅拌器 德国IKA公司;HH-6数显恒温水浴锅 常州国华电器有限公司;FD-1C-50冷冻干燥机 北京博医康实验仪器有限公司;SCILOGEX MX-S多功能漩涡混合器 北京卓信伟业科技有限公司;NanoBrook Omni多角度粒度与高灵敏度Zeta电位分析仪 美国布鲁克海文仪器公司。

1.3 方法

1.3.1 珠磨法破碎小球藻细胞

采用Minibeadbeater-16研磨珠破碎仪,以蒸馏水为溶剂,选取细胞破碎过程中的关键因素:藻液体积/mL∶研磨珠质量/g(10∶1、10∶3、10∶5、10∶7、10∶9)、藻细胞质量浓度(10、40、80、120、160、200、240 g/L)和破碎时间(1、3、5、7、9 min)进行细胞破碎实验,考察不同操作条件下的细胞破碎率。

1.3.2 叶绿素释放量和细胞破碎率的测定

利用细胞破碎过程中叶绿素的释放量来测定细胞破碎率[11,22]。将1 mL 细胞破碎液置于12 000 r/min条件下离心1 min,取50 μL上清液与950 μL无水乙醇混匀。以体积分数95%乙醇为空白对照,分别在664 nm和649 nm波长处测定样品的光密度值,根据公式(1)~(4)计算藻体叶绿素释放量和细胞破碎率。

式中:ρChla和ρChlb分别为叶绿素a和叶绿素b的质量浓度/(mg/L);ρBiomass为藻体细胞质量浓度/(g/L);XChl,0和XChl分别为细胞破碎前和破碎后叶绿素的释放量/(mg/g);XChl,max为细胞破碎后叶绿素的最大释放量/(mg/g);RChl为细胞的破碎率/%。

1.3.3 比能量消耗的计算

比能量消耗(每克藻细胞破碎所需要消耗的能量)[15]可根据公式(5)计算。

式中:E为破碎过程中的比能量消耗/(kJ/g);P为破碎机功率/kW;t为破碎时间/s; m为藻粉的质量/g。

1.3.4 细胞破碎率的动力学拟合

在珠磨破碎小球藻细胞过程中,由于圆盘的高速旋转,细胞悬浮液和珠子相互搅动,细胞的破碎是由剪切力层之间的碰撞和磨料的滚动而引起的,破碎作用遵循一级动力学定律[23](式(6))。

式中:X为t时刻叶绿素的释放量/(mg/g);Xm为细胞100%破碎时叶绿素释放量/(mg/g),k为一级反应速率常数。

将该方程进行积分,可得到式(7)。

式中:R是被释放叶绿素的比例(破碎率)。

1.3.5 类胡萝卜素提取量的测定

采用Chan等[13]报道的方法萃取藻细胞类胡萝卜素。往破碎后的藻液中加入氢氧化钾至体系中氢氧化钾质量分数为60%,将样品置于40 ℃条件下,水浴40 min,之后加入无水乙醚进行类胡萝卜素萃取,重复萃取步骤,直至乙醚层无色。最后,使用氮气将乙醚萃取液吹干,加入丙酮进行重悬,在444 nm波长处测定光密度值。根据式(8)计算藻体类胡萝卜素提取量[24]

式中:ρ类胡萝卜素为类胡萝卜素提取量/(mg/L)。

1.3.6 藻细胞粒径分布的测定

选取不同细胞破碎率(0~100%)的藻液,用蒸馏水稀释至一定浓度后置于多角度粒度与高灵敏度Zeta电位分析仪上测定其粒径分布情况。

1.4 数据分析

采用Origin 8.5软件对实验数据进行统计学分析、非线性拟合和数据图绘制。

2 结果与分析

2.1 藻液体积/研磨珠质量对小球藻细胞破碎率的影响

图1 不同藻液体积/研磨珠质量对小球藻细胞破碎的影响
Fig. 1 Effects of algal/bead ratio on cell disruption of Chlorella sp.

由图1可知,藻液体积/研磨珠质量从10∶1降低至10∶7时,冷冻干燥藻和湿藻细胞破碎率均呈现明显上升趋势;但进一步降低至10∶9时,其细胞破碎率均提高不明显。分析原因可能是由于随着藻液体积/研磨珠质量的减小,研磨珠与藻体细胞之间的碰撞次数和频率明显提高,从而有利于细胞破碎[25];但当藻液体积/研

磨珠质量过小时,研磨珠之间由于摩擦产生的热量也越高,而用于细胞破碎的能量也就有所减少,使其达不到适合细胞破碎的速率分布,从而导致细胞破碎率提高不明显[25-26]。同时,考虑到由于湿藻细胞为完整细胞形态,而冷冻干燥藻细胞其细胞壁结构在冷冻干燥过程中会在一定程度上被破坏,导致其细胞壁坚硬程度有所削弱,因此在相同藻液体积/研磨珠质量条件下,湿藻细胞的破碎率相对较低。

2.2 藻细胞质量浓度对小球藻细胞破碎率的影响

图2 不同藻细胞质量浓度对小球藻细胞破碎的影响
Fig. 2 Effects of cell concentration on cell disruption of Chlorella sp.

由图2可知,当冷冻干燥藻细胞质量浓度由10 g/L提高至120 g/L时,对其细胞破碎过程无明显影响,但进一步提高至160 g/L时,细胞破碎率由90.51%明显下降至69.16%;而当湿藻细胞质量浓度由10 g/L提高至80 g/L时,对其细胞破碎过程无明显影响,但进一步提高至120 g/L时,细胞破碎率由99.58%明显下降至76.32%。类似地,Bury等[27]使用珠磨破碎法破碎Lactobacillus de lbrueckii ssp. bulgaricus 11842细胞时,发现细胞质量分数在12%~46%(湿质量)范围内变化对β-半乳糖苷酶的释放量无明显影响。Maria-Regina等[28]使用珠磨法破碎酵母细胞时,发现细胞质量分数在20%~60%范围内对细胞破碎率无明显影响。当藻液体积/研磨珠质量一定时,随着藻细胞质量浓度的提高,研磨珠与单位藻体细胞之间的碰撞次数和频率有所下降,从而导致细胞破碎率降低。而从能量角度分析,当输入能量一定时,随着藻细胞质量浓度的提高,单位藻细胞所得到的能量就越少,当这些能量降低至不足以破坏细胞壁时,就会导致其细胞破碎率降低。另外,与湿藻细胞相比,由于冷冻干燥藻细胞的细胞壁结构被部分破坏,因此相同的破碎条件可破碎更高质量浓度的冷冻干燥藻细胞。

2.3 小球藻细胞珠磨破碎过程的动力学分析

在不同藻液体积/研磨珠质量及藻细胞质量浓度下,其细胞破碎率随破碎时间的变化趋势分别如图3~6所示。对于不同的细胞破碎条件,其细胞破碎率均随破碎时间的延长而呈现上升趋势。一般而言,藻液体积/研磨珠质量越小或藻细胞浓度越低,其达到相同细胞破碎率时所需的破碎时间就越短。通过动力学分析,可发现一级动力学方程可较好地拟合珠磨破碎过程,决定系数均可达到0.99左右(表1、2)。珠磨破碎过程的反应速率常数k随藻液体积/研磨珠质量及藻细胞质量浓度降低而呈现上升趋势(表1、2)。该结果表明降低藻液体积/研磨珠质量或降低藻细胞质量浓度均有利于提高细胞破碎率。

图3 不同藻液体积/研磨珠质量条件下冷冻干燥藻细胞破碎过程的动力学分析
Fig. 3 Kinetic analysis of disruption of lyophilized cells at different algal/bead ratios

图4 不同藻液体积/研磨珠质量条件下湿藻细胞破碎过程的动力学分析
Fig. 4 Kinetic analysis of disruption of wet cells at different algal/bead ratio

图5 不同藻细胞质量浓度条件下冷冻干燥藻细胞破碎过程的动力学分析
Fig. 5 Kinetic analysis of disruption of lyophilized cells at different cell concentrations

图6 不同藻细胞质量浓度条件下湿藻细胞破碎过程的动力学分析
Fig. 6 Kinetic analysis of disruption of wet cells at different cell concentrations

表1 不同藻液体积/研磨珠质量条件下藻细胞破碎过程的动力学参数拟合值
Table 1 Kinetic equation parameters at different algal/bead ratios

藻液体积/研磨珠质量冷冻干燥藻细胞 湿藻细胞R2 k R2 k 10∶1 0.997 0.125 0.990 0.054 10∶3 0.995 0.198 0.997 0.145 10∶5 0.992 0.284 0.994 0.189 10∶7 0.995 0.312 0.998 0.837 10∶9 0.991 0.881 0.997 0.552

表2 不同藻细胞质量浓度条件下藻细胞破碎过程的动力学参数的拟合值
Table 2 Kinetic equation parameters at different cell concentrations

藻细胞质量浓度/(g/L)冷冻干燥藻细胞 湿藻细胞R2 k R2 k 10 0.992 0.882 0.998 0.837 80 0.991 0.346 0.999 0.716 120 0.990 0.282 0.989 0.153 160 0.989 0.130 0.998 0.072

2.4 不同细胞破碎率对类胡萝卜素提取量的影响

图7 不同细胞破碎率对类胡萝卜素提取量的影响
Fig. 7 Effects of degree of cell disruption on carotenoid extraction

图8 不同细胞破碎率条件下冷冻干燥藻细胞粒径分布
Fig. 8 Particle size distribution of lyophilized cells at different degrees of disruption

图9 不同细胞破碎率条件下湿藻细胞粒径分布
Fig. 9 Particle size distribution of wet cells at different degrees of disruption

如图7所示,在不同藻细胞破碎率条件下,类胡萝卜素提取量随细胞破碎率的提高而呈现上升趋势。细胞破碎率从0提高至70%时,冷冻干燥藻、湿藻细胞类胡萝卜素提取量上升趋势较为明显,但当细胞破碎率大于70%时,冷冻干燥藻细胞的类胡萝卜素提取量几乎维持不变,而湿藻细胞的胡萝卜素提取量继续缓慢上升,直至其细胞破碎率达90%时,其类胡萝卜素提取量趋于稳定。此时,结合不同细胞破碎率条件下藻细胞粒径分布可发现(图8、9),在冷冻干燥藻和湿藻细胞破碎前,其粒径分布图有一个明显峰值,均在7.5 μm左右,为藻细胞正常尺寸大小;而对于不同细胞破碎率,其藻细胞粒径分布相比破碎前均明显减小,当细胞破碎率大于70%时,冷冻干燥燥细胞粒径均集中分布在0~1 μm之间;而对于湿藻细胞,当其细胞破碎率大于90%时,其细胞粒径才可集中分布在0~0.5 μm之间。

以上结果表明,随着细胞破碎率的增大,细胞破碎过程实质上就是将更多的完整细胞破碎为较小粒度的细胞碎片,或者将较大细胞碎片进一步破碎成更小粒径的细胞碎片,以促进细胞内含物的释放[20]。因此一定程度上提高细胞破碎率有利于提高类胡萝卜素提取量,但当细胞破碎率大于一定程度时,由于细胞内含物已实现最大释放,类胡萝卜素提取量将与细胞破碎率无明显关系。如图7所示,当类胡萝卜素提取量基本相同时,冷冻干燥藻细胞和湿藻细胞的破碎率分别为70%和90%。分析其原因可能是在细胞破碎过程中,当冷冻干燥藻细胞一旦接触到水,其细胞表面类似海绵的疏松多孔架构极易吸水,使得藻细胞迅速恢复原状,这时在细胞膜内外瞬间形成较高浓度差,细胞内渗透压增大,从而促进叶绿素、类胡萝卜素等组分释放至破碎液体系中,因此冷冻干燥藻可在较低细胞破碎率条件下实现类胡萝卜素萃取。综合考虑,可分别选择70%和90%细胞破碎率用于冷冻干燥藻和湿藻细胞的类胡萝卜素提取。

2.5 相同比能量消耗条件下藻细胞质量浓度对类胡萝卜素提取量的影响

在2.4节的基础上,选取70%冷冻干燥藻细胞破碎率(此时对应的最低比能量消耗为35.0 kJ/g)、90%湿藻细胞破碎率(此时对应的最低比能量消耗为87.4 kJ/g),考察不同藻细胞质量浓度对类胡萝素提取量的影响。

图10 相同比能量消耗条件下不同藻质量浓度对类胡萝卜素提取量的影响
图10 Effects of cell concentration on carotenoid extraction at the same specific energy consumption

如图10所示,冷冻干燥藻细胞质量浓度由40 g/L提高至160 g/L时,对其类胡萝卜素提取量无明显影响,但当藻细胞质量浓度大于160 g/L时,其类胡萝卜素提取量会明显下降。而对于湿藻细胞,其类胡萝卜素提取量随藻细胞质量浓度的提高呈现先升高后下降的趋势,藻细胞质量浓度由10 g/L提高至80 g/L时,其类胡萝卜素提取过程明显加快;当藻细胞质量浓度大于80 g/L时,其类胡萝卜素提取量出现大幅下降趋势。另外,结合不同比能量消耗、藻细胞质量浓度对细胞破碎率的影响(图11、12)可知,湿藻细胞破碎过程所需的能量要高于冷冻干燥藻。在不同藻细胞质量浓度、比能量消耗条件下,其细胞破碎率均随比能量消耗的提高而呈现上升趋势。当冷冻干燥藻细胞质量浓度在40~160 g/L时,其细胞破碎率与藻细胞质量浓度无明显关系,而只与输入的比能量相关。对于10~80 g/L范围内的湿藻细胞,其质量浓度越高所需的比能量消耗就越小,但当质量浓度高于80 g/L时,比能量消耗呈现相反变化趋势,即说明在一定程度上提高藻细胞质量浓度有助于提高细胞破碎过程的能量利用效率[15]

图11 不同藻细胞质量浓度条件下比能量消耗对冷冻干燥藻细胞破碎率的影响
Fig. 11 Effect of specific energy consumption on disruption rate of lyophilized cells at different concentrations

图12 不同藻细胞浓度条件下比能量消耗对湿藻细胞破碎率的影响
Fig. 12 Effect of specific energy consumption on disruption rate of wet cells at different concentrations

综上可知,冷冻干燥藻细胞质量浓度在40~160 g/L时,只要保证整个破碎体系中的比能量消耗相同,均可达到较为一致的细胞破碎率及类胡萝卜素提取效果;而湿藻细胞质量浓度在80 g/L时,可在较低的比能量消耗情况下达到较高的细胞破碎率及类胡萝卜素提取量。分析其原因可能是冷冻干燥藻细胞质量浓度在40~160 g/L、湿藻细胞质量浓度在80 g/L时,在输入比能量相同的破碎体系中藻细胞与玻璃珠之间保持动态平衡,即可维持藻细胞与研磨珠之间较适合频率的碾压、碰撞与剪切,由此可达到较稳定的细胞破碎程度及类胡萝卜素提取量。但当冷冻干燥藻细胞质量浓度大于160 g/L、湿藻细胞质量浓度大于80 g/L时,破碎体系中黏度上升,造成研磨珠与藻液黏连,致使研磨珠在藻液中的运动速度锐减,其与藻细胞间的碾压、碰撞、剪切作用也会削弱[29],此时即使再多的比能量输入到破碎体系中,其能量也将用于研磨珠本身的运动,而非用于与藻细胞间的相互作用,从而导致细胞破碎率及类胡萝卜素提取量的下降。综合考虑,在保证整个破碎体系中比能量消耗较低的同时又可获得较高的类胡萝卜素萃取效率,冷冻干燥藻细胞质量浓度应控制在40~160 g/L,而湿藻细胞质量浓度应选取80 g/L。

3 结 论

采用珠磨破碎法破碎冷冻干燥藻和湿藻细胞,发现一级动力学方程均可较好地拟合小球藻细胞珠磨破碎过程。在类胡萝卜素提取过程中,冷冻干燥藻和湿藻细胞的破碎率分别控制在70%和90%时可获得最佳的提取效率。结合破碎过程的能量消耗分析,发现湿藻细胞破碎过程所需的能量消耗要高于冷冻干燥藻。但由于藻细胞在冷冻干燥过程中需消耗额外能量,因此下游加工过程的整体能耗情况还有待进一步评价。但若仅对细胞破碎过程而言,在保证整个破碎体系中比能量消耗较低的同时又可获得较高的类胡萝卜素提取效率,冷冻干燥藻细胞质量浓度应控制在40~160 g/L,而湿藻细胞质量浓度应选取80 g/L。本实验结果可为小球藻的细胞破碎过程及其有效成分的开发利用提供一定的理论参考和实验依据。

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Kinetics and Energy Consumption Analysis of Cell Disruption of Chlorella sp. for Carotenoid Extraction by Bead Beating

LU Kongyong1, XIE Youping1,2,3,*, ZHAO Xurui1, HE Shixin1, CHEN Jianfeng1,2,3,*
(1. College of Biological Science and Engineering, Fuzhou University, Fuzhou 350108, China;2. Fujian Engineering Research Center for Comprehensive Utilization of Marine Products Waste, Fuzhou 350108, China;3. Fuzhou Industrial Technology Innovation Center for High Value Utilization of Marine Products, Fuzhou 350108, China)

Abstract: The bead beating method was used to disrupt the lyophilized and wet cells of Chlorella sp.. The kinetics and specific energy consumption of cell disruption were investigated in order to determine the effect of the degree of cell disruption (as reflected by the amount of released chlorophyll) on carotenoid extraction. The results showed that the first-order dynamic equation could well describe the cell disruption process. The maximum extraction efficiencies of carotenoid of 6.38 and 6.26 mg/g were obtained when the percentage disruption of lyophilized and wet cells were 70%and 90%, respectively. It was found that the energy consumption required for disruption of wet cells was higher than that required for lyophilized cells. Consistent results were observed from the disruption of lyophilized cells in the concentration range of 40-160 g/L and carotenoid extraction using the same specific energy consumption. For wet cells at 80 g/L, higher cell disruption and carotenoid extraction efficiencies could be obtained even at lower specific energy consumption. The results of this study can provide both theoretical and experimental evidence for the cell disruption of Chlorella sp., and the development and utilization of its effective components.

Keywords: Chlorella sp.; bead beating; kinetic analysis; specific energy consumption; carotenoid; cell disruption

收稿日期:2018-05-15

基金项目:国家自然科学基金应急管理项目(41641050);福建省青年科技人才创新基金项目(2016J05077);福建省海洋高新产业发展专项(闽海洋高新[2016]15号);福州市“十三五”海洋经济创新发展示范项目(FZHJ04;FZHJ15);福州市市校(院所)科技合作项目(2017-G-76)

第一作者简介:陆孔泳(1989—)(ORCID: 0000-0003-0239-5803),女,硕士研究生,研究方向为生物工程。E-mail: 2550319918@qq.com

*通信作者简介:谢友坪(1986—)(ORCID: 0000-0003-0109-2958),男,副研究员,博士,研究方向为生物化工。E-mail: ypxie@fzu.edu.cn陈剑锋(1968—)(ORCID: 0000-0002-1042-8794),男,教授,博士,研究方向为生物化工。E-mail: jfchen@fzu.edu.cn

DOI:10.7506/spkx1002-6630-20180515-214

中图分类号:Q939.97

文献标志码:A

文章编号:1002-6630(2019)11-0102-07

引文格式:

陆孔泳, 谢友坪, 赵旭蕊, 等. 珠磨法破碎小球藻提取类胡萝卜素的动力学及能量消耗分析[J]. 食品科学, 2019, 40(11):102-108. DOI:10.7506/spkx1002-6630-20180515-214. http://www.spkx.net.cn

LU Kongyong, XIE Youping, ZHAO Xurui, et al. Kinetics and energy consumption analysis of cell disruption of Chlorella sp. for carotenoid extraction by bead beating[J]. Food Science, 2019, 40(11): 102-108. (in Chinese with English abstract)DOI:10.7506/spkx1002-6630-20180515-214. http://www.spkx.net.cn